Kursplan und Skript zum Praktikum Pflanzenphysiologie - Lehramt Wintersemester 2018/19
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Kursplan und Skript zum Prakti-
kum Pflanzenphysiologie
Wintersemester 2018/19
Lehramt
Seiten
1. EINFÜHRUNG IN ARBEITSTECHNIKEN UND VERSUCHE ZUM
THEMA
BEWEGUNGSPHYSIOLOGIE 24.10.2018 5
0. Allgemeine Einführung (Pipettieren, Wiegen, Zentrifugieren, Spektrome-
ter)
1.1 Thermonastische/Photonastische Öffnungs- und Schließbewegungen
1.2 Krümmung der Sprossachse durch Wuchsstoff
1.3 Negativer und positiver Gravitropismus
1.4 Phototropismus
2. WASSERHAUSHALT DER ZELLE 07.11.2018 8
2.1 Saugwirkung eines Zweiges
2.2 Transpiration
2.3 Guttation
2.4 Einfluss von Streusalz auf die Wasseraufnahme
3. PHYSIKOCHEMIE DER ZELLE 14.11.2018 13
3.1 Diffusionsgeschwindigkeit von Elektrolyten
3.2 Quellungsdruck
3.3 Traubesche Zelle als Modell einer Pflanzenzelle
3.4 Modellversuch zur Osmose
3.5 Abhängigkeit der Quellung von pH-Wert und Salzkonzentration
4. WACHSTUM UND ENTWICKLUNG 21.11.2018 18
4.1 Bildung von Adventivwurzeln und Verhinderung des Blattabfalls
4.2 Einfluss von Licht auf das Wachstum (Biostatistik)
4.3 Zwergmutanten der Erbse und ihre Normalisierung durch
Gibberellinsäure
4.4 Einfluss von Antibiotika auf Keimung und Wachstum
5. MINERALSTOFFWECHSEL 28.11.2018 23
5.1 Mangelkulturen als Beispiel für Biotests
5.2 Nachweis von Nitrat
5.3 Nachweis von Eisen
5.4 Nachweis von Phosphat
6. KEIMUNG 05.12.2018 29
6.1 Einfluss von Abscisinsäure (ABA) auf die Samenkeimung
6.2 Keimfähigkeitsprüfung (Schnelltest)
6.3 Phytochrom-Einfluss auf die Keimung – ein klassischer Modellversuch
6.4 Einfluss des Umweltfaktors Wasser auf die
Entwicklung von Keimpflanzen
6.5 Einfluss endogener Abscisinsäure auf Keimung
1
6.6 Etiolement
7. BODEN UND PFLANZE 12.12.2018 34
7.1 Bestimmung der Wasserkapazität
7.2 Kapillare Steighöhe
7.3 Bestimmung der Bodenazidität
7.4 Bestimmung des Kalkgehaltes
7.5 Adsorption saurer und basischer Farbstoffe durch Bodenkolloide
8. CHLOROPLASTENPIGMENTE 19.12.2018 38
8.1 Vorversuch: Extraktion der Pigmente
8.2 Bestimmung des Chlorophyllgehaltes
8.3 Abbau des Chlorophylls (Effekte auf Farbe und Fluoreszenz)
8.4 Die Wirkung eines Herbizids - SAN 9789 (Norflurazon)
8.5 Dünnschichtchromatographische Trennung von Chloroplastenpigmenten
9. PHOTOSYNTHESE 09.01.2019 43
9.1 Nachweis der O2-Abgabe (Indigomethode)
9.2 C3- und C4-Pflanzen
9.3 Einfluss der Lichtintensität auf die Hill-Aktivität
9.4 Regulation der Stomata
10. ENZYMOLOGIE 16.01.2019 48
10.1 α-Glucosidase und ihre Regulation
10.2 Nachweis von α- und ß-Amylase-Aktivität
10.3 In-vivo-Bestimmung der Nitratreduktase-Aktivität
11. ATMUNG UND GÄRUNG 23.01.2019 53
11.1 Entwicklung von CO2 bei der Atmung und Temperaturabhängigkeit
der Atmung
11.2 Vergärung verschiedener Kohlenhydrate
11.3 Baumannscher Versuch (Eisen-katalysierte Elektronenübertragung)
12. SÄUREN UND SEKUNDÄRE PFLANZENSTOFFE 30.01.2019 55
12.1 Bestimmung der Azidität in Wein
12.2 Nachweis von Ascorbinsäure in pflanzlichen Produkten
12.3 Nachweis von Sekundärcarotinoiden
12.4 Nachweis von Aesculin und Fraxin
12.5 Bestimmung von pflanzlichen Terpenen durch Geruchstest
12.6 Chemiewaffen im Pflanzenreich (Allelopathie)?
13. Abschlussklausur am
20.02.2019 10:00Uhr
Gr. Hörsaal Dornburgerstr. 159
14. Nachklausur am
13.03.2019 10:00Uhr
Gr. Hörsaal Dornburgerstr. 159
2t-Tabelle und probit-Transformation 63
Zusatzblatt zum Eisennachweis 64
Liste einiger im Pflanzenphysiologischen Praktikum verwendeter
Pflanzen 65
Periodensystem 67
3Allgemeine Literatur-Hinweise
KUTSCHERA, U.: Grundpraktikum zur Pflanzenphysiologie, Quelle & Meyer,
Wiesbaden, 1998.
*) KUTSCHERA, U.: Prinzipien der Pflanzenphysiologie. 2. Auflage. Spektrum
Akademischer Verlag, Heidelberg 2002.
NULTSCH, W.: Allgemeine Botanik. 11. Aufl., Thieme, Stuttgart 2001.
*) SCHOPFER, P und A. BRENNICKE: Lehrbuch der Pflanzenphysiologie. 7.
Aufl., Spektrum 2010.
RICHTER, S.: Stoffwechselphysiologie der Pflanzen. 6. Aufl., Thieme, Stuttgart
1998.
SCHOPFER, P.: Experimentelle Pflanzenphysiologie. Einführung in die Methoden.
Band I. Springer-Verlag, Berlin 1986.
*SCHOPFER, P.: Experimentelle Pflanzenphysiologie. Einführung in die Anwen-
dung. Band II. Springer-Verlag, Berlin 1989.
STRASBURGER. Lehrbuch der Botanik. 35. Aufl., Neubearb. P. SITTE, E. W.
WEILER, J. W. KADEREIT, A. BRESINSKY und C. KÖRNER. Spektrum Akade-
mischer Verlag 2002.
Lincoln TAIZ, Eduardo ZEIGER. Plant Physiology. 4th Edition. Spektrum Aka-
demischer Verlag, 2007.
*) Besonders zu empfehlen
41. KURS: BEWEGUNG 24.10.2018
0. Allgemeine Einführung (Pipettieren, Wiegen, Zentrifugieren, Spektrometer)
1.1 Thermonastische/ Photonastische Öffnungs- und Schließbewegungen
(Demonstrationsversuch)
1.2 Krümmung der Sprossachse durch Wuchsstoff
1.3 Negativer und positiver Gravitropismus
1.4 Phototropismus
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0. Allgemeine Einführung
Mit einem „Stationsbetrieb“ möchten wir Ihnen eine Einführung in unerlässliche
Techniken und Geräte der experimentellen Botanik ermöglichen. Es geht um den
Umgang mit Waagen, Pipetten, Zentrifugen und verschiedenen Spektrophotome-
tern. Zur Übung sollen Sie eine Standardkurve erstellen. Dazu wird eine trübe Lö-
sung benötigt (Betreuer).
Versuchszeit: ca. 1,5 h
1.1 Thermonastische/ Photonastische Öffnungs- und Schließbewegungen
Allgemeines: Bei diesem Versuch handelt es sich um einen Demonstrationsver-
such, der von einem Betreuer vorgeführt wird. Bitte protokollieren Sie diesen Ver-
such. Das Anliegen besteht darin, Temperatur als Reiz für Nastien zu erkennen.
Bei vielen Blütenpflanzen beobachtet man für das Wachstum der Innen- und Au-
ßenseiten der Blütenblätter unterschiedliche Temperaturoptima. Daher lösen
Temperaturveränderungen oft thermonastische Bewegungen aus. Pflanzen kön-
nen teilweise auf sehr geringe Temperaturdifferenzen reagieren, die Perigonblätter
von Crocus z.B. noch auf 0,2oC.
Literatur: Schopfer&Brennicke oder Kutschera (Prinzipien)
Materialien: Maßliebchen (Bellis perennis) ist ein nahezu Chemikalien: keine
ideales Objekt für diesen Versuch. Es wird im Gewächshaus
vorkultiviert. Die Blüten sollten geschlossen sein und dazu
vorher in kaltem Wasser oder Kühlschrank aufbewahrt wer-
den.
Geräte: Fertig hergestellte Lösungen:
1. Zwei Bechergläser als Blumenvasen. Leitungswasser mit Kühlschrank-
2. Kühlschrank. temperatur
Durchführung:
Die Pflanzen mit geschlossenen Blüten werden ins Praktikum (Zimmertemperatur)
gebracht. Es ist darauf zu achten, dass das Wasser im Becherglas dann ebenfalls
Raumtemperatur hat. Sind die Blüten bereits geöffnet, so kann man sie bei 4oC in
einen Kühlschrank stellen. Experimentell einfacher ist es, sie in ein Becherglas mit
gekühltem Wasser zu stellen. Es wird das Öffnen oder Schließen der Blüten beo-
bachtet.
Versuchszeit: ca. 5 min zum Ansetzen, Ergebnis im Verlauf der Praktikumszeit.
Auswertung: Verlauf und zeitliche Dauer der Öffnungs- bzw. Schließbewegungen
von Blütenblättern sind zu beobachten und zu protokollieren.
51.2 Krümmung der Sprossachse durch Wuchsstoff
Allgemeines: In diesem Versuch soll die Wirkung des Phytohormons Auxin beo-
bachtet werden.
Literatur: Schopfer&Brennicke oder Kutschera (Prinzipien); Für Spezis: Taiz/ Zei-
ger.
Materialien: Pro Gruppe 2 gut gegossene Chemikalien: keine außer den Pasten (s. u.)
Coleuspflanzen.
Holzstäbchen zum Bestreichen der Sprossach-
sen, z. B. Streichhölzer.
Geräte: keine Fertig angesetzte „Lösungen“: Wuchs-
stoffpaste und Wasserpaste.
Durchführung:
An unverholzten Sprossachsenabschnitten gut gegossener Coleuspflanzen wird
auf ein Internodium Wuchsstoffpaste einseitig aufgetragen. Am einfachsten ver-
wendet man dazu ein Streichholz. Zur Kontrolle wird Wasserpaste bei einer ande-
ren Pflanze aufgetragen. Danach werden die Pflanzen frisch gegossen und im
Gewächshaus weiterkultiviert.
Versuchszeit: etwa 10 min
Auswertung: Die beobachteten Effekte sollen eigenverantwortlich nach einer Wo-
che (30.10.) protokolliert und ausgewertet werden.
Hinweis: Die Wuchsstoffpaste besteht aus einer Salbenbasis mit 0.5% IAA = In-
dolylessigsäure, die Wasserpaste enthält keinen Wuchsstoff. Die Pasten wurden
im Mörser durch Vermischen gleicher Teile von (wasserfreiem) Wollfett (in der
Apotheke als Cera lanae) und Wasser bzw. wässriger IAA-Lösung hergestellt. Lö-
sungen bzw. Suspensionen mit 0.5% IAA oder IBS (Indolylbuttersäure) wurden un-
ter Vermittlung von wenigen Tropfen Ethanol bereitet.
1.3 Negativer und positiver Gravitropismus
Allgemeines: Auch Geo- bzw. Gravitropismus beruht auf unterschiedlichen Wachs-
tumsgeschwindigkeiten, diesmal von Ober- und Unterseiten.
Literatur: Kutschera (Prinzipien), Kutschera (Grundpraktikum), aber auch Schopfer
& Brennicke.
Materialien: Pro Gruppe einen Erbsenkeim- Chemikalien: keine
ling (ca. 1 cm groß), etwa 5 Tage nach der Aus-
saat in Vermiculit (Gewächshaus)
Filterpapier zum Auslegen des Glasgefäßes.
Geräte: Glasgefäß Fertig angesetzte Lösungen: keine
10 cm-lange Glasröhren (eine pro Gruppe);
Styropor-Platte mit Löchern zur Aufnahme der
Glasröhren.
Binokular
Skalpell
Nadel
Durchführung:
Der Keimling wird so in die Glasröhre gesteckt, dass sich die Wurzeln auf der ei-
nen und der Spross auf der anderen Seite befinden. Die Glasröhre wird dicht über
dem Wasser in die Styropor-Platte gesteckt. Ein Glasgefäß wird mit Filterpapier
6ausgekleidet, um die Luftfeuchtigkeit zu erhöhen. Es wird Wasser mit einer Füll-
standshöhe von 2 – 3 cm eingefüllt und die Styropor-Platte mit den Glasröhrchen
eingesetzt. Die geschlossene Kammer wird auf eine Fensterbank ins Licht gestellt,
mögliche Effekte durch Phototropismus (was ist das?) stören nicht. Eine Gruppe
schneidet die Wurzelhaube bei Versuchsbeginn ab. Achten Sie bitte auf Unter-
schiede zu den anderen Pflanzen.
Versuchszeit: ca. 15 min
Auswertung: Skizze des Ergebnisses nach einer Woche (30.10.) und Beschrei-
bung der Ergebnisse.
1.4 Phototropismus
Allgemeines: Das einseitig gerichtete Wachstum unter dem Einfluss von Licht be-
ruht letztlich auf dem polaren Auxintransport.
Literatur: Besonders gut verständlich in Kutschera (Prinzipien), aber auch Schop-
fer & Brennicke.
Materialien: Pro Gruppe 2 - 3 Sonnenblu- Chemikalien:
menkeimlinge (oder Erbse), ca. eine Woche keine
nach Aussaat in Vermiculit.
250 ml-Plastikbecher pro Gruppe
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
„Phototropismuskäfig“ – muss meist neu aus keine
einem Karton konstruiert werden. Es wird also
ein Karton benötigt (Versuchsbetreuer).
Durchführung:
Ein Keimling wird in ein Plastikbecherglas mit Vermiculit gesetzt. Das Vermiculit
wird gut gewässert (nicht mehr als ein Drittel stehendes Wasser). Das Becherglas
wird in den „Phototropismuskäfig“ gesetzt und so geschlossen, dass Licht nur ein-
seitig einfallen kann.
Versuchszeit: ca. 5 min
Auswertung: Nach einer Woche (30.10.) ist das Ergebnis zu skizzieren und zu pro-
tokollieren.
72. KURS: WASSERHAUSHALT DER ZELLE 07.11.2018
2.1 Saugwirkung eines Zweiges
2.2 Transpiration
2.3 Guttation (Demonstrationsversuch)
2.4 Einfluss von Streusalz auf die Wasseraufnahme
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------
2.1 Saugwirkung eines Zweiges
Allgemein: Bitte nutzen Sie die Stichworte Transpiration, Einflüsse auf die Transpiration
und physikalische Aspekte der Transpiration zu Ihrer Vorbereitung.
Materialien: Chemikalien:
Zweige der Eibe (Taxus). Auch andere keine
Zweige sind möglich.
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- kleines Becherglas Tinte in Glycerol
- Fotoschale oder Eimer
- dünner Schlauch
- 1 ml Messpipette
- Stativ
- Stativmaterial
- Gartenschere
Durchführung:
Vor Versuchsbeginn wird der Taxus-Zweig unter Wasser schräg abgeschnitten
und ebenso unter Wasser durch einen wassergefüllten Schlauch mit einer wasser-
gefüllten 1 ml Glaspipette verbunden. Dabei ist darauf zu achten, dass diese Ver-
bindung luftblasenfrei ist! Die Pipette wird mit ihrem spitzen Ende in die gefärbte
Sudan-Lösung gebracht. Dieses Konstrukt aus Zweig, Schlauch und Pipette wird
über Stativmaterial an einem Stativ befestigt.
Nach ca. 15 min nehmen Sie nun etwa 10 Minuten lang den Wasseranstieg an-
hand des Standes der Farblösung in der Pipette wahr. Notieren Sie in geeigneten
Zeitintervallen (Sekunden- bzw. Minutenbereich) den Anstieg.
Versuchszeit: ca. 20 min
Auswertung: Stellen sie in einem Zeit-Volumen-Diagrammen den Wasseranstieg
dar. Die Transpirationsrate ist durch eine Regressionsrechnung (lineare Regressi-
on) zu ermitteln.
Hinweis: Die nichtwässrige Farbstofflösung dient als Ersatz für Quecksilber.
82.2 Transpiration
Versuchsteil A: Transpiration
Materialien: Topfpflanzen von Solanum lyco- Chemikalien:
persicum (gut gegossen und für mehrere Tage keine
trocken gestellt)
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Waage keine
- kl. Plastiktüten
- Lampe
Durchführung:
Eine trocken gestellt und eine gut gegossene Topfpflanze mit etwa gleich großer
Blattfläche werden ausgewählt. Die Töpfe werden mit Plastiktüten umhüllt, dann
werden die Pflanzen gewogen und ihr Gewicht wird notiert. Für zwei Stunden wer-
den die Pflanzen im Kursraum ans Fenster oder ins Gewächshaus (Licht!) gestellt,
anschließend wird erneut das Gewicht der Pflanze gemessen und protokolliert.
Auswertung:
a) Protokollieren Sie die Versuchsergebnisse in der Tabelle
Trocken gestellte Pflanze Gut gewässerte Pflanze
Gewicht zu Kursbeginn
Gewicht nach 2h
Gewichtsdifferenz
b) Stellen Sie fest, ob sich das Gewicht der untersuchten Pflanzen während
des Versuchs geändert hat. Erklären Sie die Ergebnisse. Weshalb wurden
die Töpfe der Pflanze während dieses Versuches mit Plastiktüten umhüllt?
Welche anderen Prozesse in der Pflanze könnten ihr Gewicht ebenfalls be-
einflusst und die Versuchsergebnisse ggf. verfälscht haben? Schätzen Sie
ab, wie viele ml Wasser eine Tomatenpflanze pro Stunde durch Transpira-
tion verliert.
Versuchszeit: ca. 10 min.
Versuchsteil B: Qualitativer Nachweis
Literatur: Kutschera, Schopfer & Brennicke
Materialien: Mais (2-wöchige Vorkultur). Chemikalien:
Blätter von zwei weiteren Arten, z. B. Tra- keine
descantia, Coleus oder Wasserhyazinthe (Bot.
Garten).
Blätter nach dem Abschneiden sofort in
Wasser stellen
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Waage, Wägschälchen und Spatel Für die Vorbereitung des Versuches wird eine 5
- rundes Filterpapier %-ige CoCl2 Lösung hergestellt. Mit dieser wer-
- 100 ml Becherglas den Filterpapierscheiben getränkt und diese
9- Wärmeschrank dann im Wärmeschrank getrocknet. Der Farb-
- Glasplatten wechsel von Rot nach Blau zeigt deren Trock-
- Wäscheklammern nung an. Die Filterpapierscheiben werden fol-
gend in einem Exsikkator maximal 1 Monat
aufbewahrt. Falls notwendig, noch einmal vor
Praktikumsbeginn im Trockenschrank trocknen.
Durchführung:
Von Pflanzen zweier oben angegebener Arten und zusätzlich von Mais wird je ein
Blatt abgetrennt. Jedes Blatt muss sofort zwischen zwei der trockenen Cobalt-
Papiere gelegt und mit zwei Glasscheiben abgedeckt werden (Stiel muss heraus-
ragen). Achten Sie darauf, dass die Blätter nicht gequetscht werden! Beide Glas-
scheiben werden mit Wäscheklammern befestigt.
Schematischer Aufbau:
Glasplatte
Co-Papier Wäsche-
klammern
z.B. Mais-
blatt
Auswertung: Skizzieren/Fotografieren und beschreiben Sie die Transpiration
anhand der Farbveränderung des Cobalt-Papieres nach etwa 30 Minuten.
Versuchszeit: ca. 15 min.
Versuchsteil C: Quantitativer Nachweis
Materialien: Blätter wie bei Teil A Chemikalien:
Vaseline (nicht zu alt, in der Apotheke erhältlich)
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Feinwaage keine
- Draht
Durchführung:
Zwei gleichgroße Blätter einer Art werden nach Abtrennung von der Pflanze am
Blattstiel mit Vaseline abgedichtet. Eines der beiden Blätter wird auf der Blattun-
terseite dünn mit Vaseline eingestrichen, das andere nicht. Von beiden Blättern
wird unverzüglich das Gewicht bestimmt. Führen Sie drei weitere Wägungen in
Abständen von 10 Minuten durch.
Führen Sie anhand Ihrer Messungen die Anteile kutikulärer und stomatärer Trans-
piration zur Gesamttranspiration in Prozent auf. Diskutieren Sie Ihre Ergebnisse
anhand der Literatur.
Versuchszeit: ca. 20 min.
102.3 Guttation (Demonstrationsversuch)
Literatur: Kutschera, Schopfer
Materialien: Pflanzen (ca. 15 – 20 cm groß) Chemikalien:
von Hordeum vulgare und Zea mays -
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Glasglocke (großes Becherglas zum -
Überstülpen)
- Filterpapier
Durchführung:
Beobachten Sie die Guttation stark gewässerter Keimpflanzen, welche sich in ei-
ner wasserdampfgesättigten Atmosphäre in einer Glasglocke auf Filterpapier be-
finden.
Auswertung:
Beschreiben, skizzieren und diskutieren Sie ihre Beobachtungen.
Versuchszeit: ca. 5 min, Ergebnis im Verlauf der Praktikumszeit.
2.4 Einfluss von Streusalz auf die Wasseraufnahme
Allgemeines:
- Die Auswertung muss auch am 2. Tag nach Versuchansatz erfolgen!
Literatur: Tafelwerk
Materialien: Blätter vom Alpenveilchen Chemikalien:
- Rapsöl
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Reagenzglasständer - 10 %-ige NaCl-Stammlösung
- Reagenzgläser
- Tropfpipette
- Folienstift
- Messer / Rasierklinge
- Lineal
Durchführung:
Vorbereitend wird eine Konzentrationsreihe hergestellt, dies kann von einer Grup-
pe für alle Gruppen durchgeführt werden. Herzustellen sind NaCl-
Konzentrationsstufen von 0 %, 1 %, 2.5 %, 5 % und 10 %; V=10ml.
Messen Sie den Innendurchmesser der von Ihnen verwendeten Reagenzgläser
aus. Je eine Konzentrationsstufe ist in je ein Reagenzglas zu geben. Beschriften
Sie die Reaktionsgefäße. In jedes Gefäß wird je ein Blatt mit einer Blattstiellänge
von etwa 5 cm gestellt. Suchen Sie Blätter mit etwa gleicher Größe aus und ach-
ten Sie darauf, dass die Blätter sofort nach dem Schnitt in die Lösung gebracht
werden. Der Blattstiel sollte etwa 3 cm in die Lösung ragen. Überschichten Sie nun
die Lösung, in der das Blatt steht mittels einer Tropfpipette vorsichtig mit etwa 0,5
11ml Paraffinöl oder Rapsöl. Dies soll eine Verdunstung der NaCl-Lösung während
des Versuchzeitraumes verhindern. Der Stand der NaCl-Lösung wird mit einem
Folienstift am Glas markiert und notiert.
Auswertung:
Ermitteln sie nach 2 (09.11.) und nach 7 Tagen (14.11.) die aufgenommene Was-
sermenge in Milliliter. Messen sie dazu die Verringerung des Lösungsstandes und
ermitteln Sie das Volumen nach der Volumenformel für Zylinder.
Skizzieren, beschreiben und bewerten Sie das äußere Erscheinungsbild der
Blätter.
123. KURS: PHYSIKOCHEMIE DER ZELLE 14.11.2018
3.1 Diffusionsgeschwindigkeit von Elektrolyten
3.2 Quellungsdruck
3.3 Traubesche Zelle als Modell einer Pflanzenzelle
3.4 Modellversuch zur Osmose
3.5 Abhängigkeit der Quellung von pH-Wert und Salzkonzentration
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------
3.1 Diffusionsgeschwindigkeit von Elektrolyten
Allgemeines: In diesem Versuch sollen die Diffusionsgeschwindigkeiten verschie-
dener Elektrolyte miteinander verglichen werden.
Literatur: Strasburger; Schopfer & Brennicke, Richter.
Materialien: Chemikalien:
- 250 ml Bechergläser - Agar
- Reagenzgläser (6 pro Gruppe) und
-ständer
- Glaspipetten (5 ml, 2 ml), Saugvorrichtung
- Parafilm
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- keine - 0.1 M AgNO3-Lösung für den „Silberagar“:
Der „Lösungsmacher „stellt diesen vor dem
Praktikum her. Die Röhrchen müssen dunkel
aufbewahrt werden.
- 1 M Lösungen folgender Salze: LiCl,
NaCl, KCl, MgCl2, CaCl2, BaCl2
Durchführung:
In die mit Silbernitrat-Agar gefüllten 6 Reagenzgläser werden je 1 ml folgender 1 M
Lösungen überführt: LiCl, NaCl, KCl, MgCl2, CaCl2, BaCl2.
Die Position der Agaroberfläche wird (z.B. mit einem Edding-Stift) markiert. Die
Röhrchen werden mit Zellstoffstopfen (wenn verfügbar, besser Parafilm) ver-
schlossen und im Dunkeln (z.B. unter dem Abzug) aufgestellt.
Auswertung: Die Auswertung erfolgt nach 2 Tagen (16.11.) und nach 7 Tagen
(21.11.). Die Diffusionsstrecken werden dazu gemessen (Zeiten und Diffusions-
strecken protokollieren!). Die Diffusionsgeschwindigkeit wird berechnet und an-
hand der Kationeneigenschaften eine Begründung für die Resultate gegeben.
Versuchszeit: ca. 10 min zum Ansetzen.
3.2 Quellungsdruck
Allgemeines: Die Quellung ist ein rein physikalischer Prozess, bei dem durch Flüs-
sigkeits- oder Dampfaufnahme eine Volumenvergrößerung des Quellkörpers er-
folgt. Die Wasseraufnahme (z.B. während der Samenkeimung) erfolgt bis zur Sät-
tigung des Wasserpotentials.
Literatur: Strasburger; Schopfer & Brennicke, Richter.
Materialien: Chemikalien:
- Erbsensamen, Weizenkaryopsen - Gips
- Filterpapier
- Petrischalen
- Trichter
Geräte: Gipsbecher (Gummi), Spachtel Fertig angesetzte Lösungen: -
13Durchführung:
Zwei Trichter werden mit Filterpapier ausgelegt und zur Hälfte mit Gipsbrei be-
schickt. Bitte seien Sie zurückhaltend beim Anrühren, da der Brei schnell aushär-
ten kann. Nachdem man die Oberfläche mit reichlich trockenen Erbsensamen bzw.
Weizenkaryopsen bestreut hat (die Ränder vermeiden), werden die Trichter mit
Gipsbrei vollständig aufgefüllt und angepresst. Nach dem Erstarren (trocknen)
werden die Gipskegel herausgenommen und in eine Schale (Petrischale) mit ge-
nügend Wasser gestellt (am Ende des Kurses). Der Druck der quellenden Samen
bzw. Früchte zersprengt die Kegel.
Versuchsdauer: etwa 10 min; am Ende des Kurses die Beobachtung.
Auswertung: Diskussion der Abhängigkeit des Quellungsgrades bzw. Quel-
lungsdrucks vom Proteingehalt des Quellkörpers. Die Auswertung muss nach etwa
2 Tagen erfolgen (16.11.)!
3.3 Traubesche Zelle als Modell einer Pflanzenzelle
Allgemeines: In diesem Versuch ist die Ausbildung einer „TRAUBEschen Zelle“ zu
beobachten und zu diskutieren.
Materialien: Chemikalien:
- Erlenmeyerkolben (100 ml oder 250 ml) - Kaliumhexacyanoferrat(II), grobkristallin
Geräte: keine Fertig angesetzte Lösungen:
- Kupfersulfat (4 % m/v)
Durchführung:
Ein größeres Kristall Kaliumhexacyanoferrat (II): K4 [ Fe(CN)6 ] wird einer 4 %igen
CuSO4-Lösung zugesetzt. Das osmotisch bedingte "Wachstum" der semiperme-
ablen Niederschlagsmembran ist etwa 30 Minuten zu verfolgen.
Eine Sonderaufgabe für eine interessierte Gruppe:
Vergleichen Sie den Reaktionsablauf des oben beschriebenen Versuches mit ei-
ner Art von Umkehr. Stellen Sie eine 4 %ige Lösung von Kaliumhexacyanoferrat
(II) her und legen Sie einen Kupfersulfat-Kristall in diese Lösung.
Versuchsdauer: 30 min
Auswertung: Kurze vergleichende Betrachtung des benutzten Modells mit der in-
takten Pflanzenzelle und mit der Pfefferschen Zelle (Unterschiede und Gemein-
samkeiten).
3.4 Modellversuch zur Osmose
Allgemeines: Unter Osmose versteht man die Diffusion von Stoffen durch eine
semipermeable Membran. Berechnen Sie vor Praktikumsbeginn die molare Kon-
zentration der 3 Lösungen. Was ist ein Dalton?
Literatur: Strasburger; Schopfer & Brennicke, Richter.
Materialien: Chemikalien: -
- Klammern
- 100 ml-Becherglas
- 250 ml-Bechergläser (Plastik)
- 10 ml-Messzylinder
- Trichter
- Dialyseschläuche (am Vortag eingequollen),
je Gruppe 3 Stücke ca. 15 cm
14Geräte: keine Fertig angesetzte Lösungen:
- 10 %ige Lösung Polyethylenglycol (m/v)
- Dextranblaulösung (3 mg/ 5 ml)
- 0,01 %ige Methylenblaulösung (m/v)
Durchführung:
a) 25 cm eines vorgequollenen Dialyseschlauchs werden mit 5 ml einer 10 %igen
Lösung von Polyethylenglycol (Molekulargewicht etwa 20 000 Dalton) gefüllt und
so in ein 100 ml-Becherglas mit Reinstwasser getaucht, dass beide Enden am Be-
cherrand befestigt werden können. Messgröße ist das Volumen der Lösung im
Dialyseschlauch, das nach 2 h Dialysezeit ermittelt wird (10 ml-Standzylinder,
Trichter).
b) In einen weiteren Dialyseschlauch werden 5 ml einer wässrigen Dextranblaulö-
sung (3 mg/ 5 ml; Molekulargewicht etwa 2 000 000 Dalton) gefüllt und wie unter
a) weiter verfahren. Eine Verunreinigung der äußeren Schlauchoberfläche mit der
Farbstofflösung ist zu vermeiden. Beobachtungsgröße ist zusätzlich zum Volumen
der Innenlösung die Farbe der Außenlösung.
c) In einen weiteren Dialyseschlauch werden 5 ml einer 0,01 %igen Methylenblau -
Lösung (Molekulargewicht 291 Dalton) gefüllt. Ansonsten gelten die unter b) gege-
benen Hinweise.
Versuchsdauer: 30 min; Auswertung nach etwa 2 h.
Auswertung: Messung der Veränderungen der in den Dialyseschläuchen einge-
schlossenen Lösungen und Diskussion der Effekte. Zur Diskussion der Ergebnis-
se müssen Sie die molaren Konzentrationen der osmotischen Substanzen berech-
nen. Wir stehen bei Problemen gerne beratend zur Verfügung!
3.5 Abhängigkeit der Quellung von pH-Wert und Salzkonzentration
Literaturhinweis: (Überprüft am 17.09.2015)
www.herbstreith-fox.de/fileadmin/tmpl/pdf/broschueren/Naturprodukt_deutsch.pdf
Allgemeines: Quellkörper, wie z.B. Proteine, besitzen aufgrund ihrer chemischen
Struktur Partialladungen, die auf die Dissoziation von funktionellen Gruppen zu-
rückgehen. Die Gesamtladung eines Quellkörpers wird dabei von den jeweiligen
überwiegenden Partialladungen bestimmt. Für die Quellung spielen intern einan-
der kompensierende Partialladungen keine Rolle; Hydrathüllen werden nur um
überschüssige Ladungen gebildet. Das Dissoziationsverhalten funktioneller Grup-
pen hängt in entscheidendem Maße vom pH-Wert des umgebenden Mediums ab.
So können Proteine in Abhängigkeit vom pH-Wert des Mediums in drei Ladungs-
zuständen vorliegen:
Sauer: -NH3+, -COOH, Kation
Isoelektrischer Punkt: -NH3+, -COO-, Zwitterion
Basisch: -NH2, -COO-, Anion
Die Dissoziation der –COOH-Gruppen wird mit steigender Azidität der Lösung zu-
rückgedrängt, die Ausbildung der NH3+-Gruppen hingegen gefördert. Bei steigen-
der Basizität tritt der umgekehrte Vorgang ein. Zwischen den Extremzuständen
liegt ein für jedes Protein charakteristischer, enger Bereich, in dem beide Gruppen
gleichzeitig dissoziiert sind und sich gegenseitig die Waage halten. Der pH-Wert,
bei dem dieser Zustand erreicht wird und das Molekül als elektroneutrales „Zwitte-
rion“ vorliegt, wird als isoelektrischer Punkt (IEP) des Proteins bezeichnet.
15Da sowohl NH3+- als auch COO--Gruppen Wasserdipole anlagern können, quellen
die Proteine sowohl im sauren als auch im basischen Milieu, nur dann kann ein
Protein aktiv sein. Am isoelektrischen Punkt ist die Quellung eines Proteins am
geringsten.
Gegenüber reinem Wasser fällt die Quellung in Elektrolytlösung stets schwächer
aus; man spricht von einer relativ (bezogen aus Aqua dest.) entquellenden Wir-
kung. In welchem Umfang es durch Elektrolytlösungen zum Entquellen kommt,
hängt von mehreren Faktoren ab:
- von der Nettoladung des Quellkörpers
- von der Größe und Ladung der Ionen und deren Möglichkeit zum Eintritt in den
Quellkörper.
Werden Ionen durch eine semipermeable Membran von einem Eintritt in den
Quellkörper abgehalten, spricht man von einem indirekten Ioneneffekt. Hierbei
kommt es zur Konkurrenz zwischen Kolloid und den in der Außenlösung vorlie-
genden Ionen um hydratisierendes Wasser.
Bei Abwesenheit einer semipermeablen Membran können überschüssige Partial-
ladungen im Kolloid und Ionen mit entgegengesetzter Ladung direkt in Wechsel-
wirkung treten. Man spricht von einem direkten Ioneneffekt. Dabei verliert das Ion
bzw. die Festladung einen Teil der Hydrathülle. Der Verlust wird umso geringer
ausfallen, je schwächer die elektrischen Wechselwirkungen sind.
Die Größe der Hydrathülle der in der Lösung befindlichen Ionen entscheidet, wie
stark ein Kolloid hydratisiert wird bzw. wie hoch die Konkurrenz um freies Wasser
bei nicht permeierenden Ionen ausfällt. Die Größe der Hydrathülle wird durch die
Ladungsdichte an der Oberfläche des Ions bestimmt: Bei gleicher Wertigkeit hat
ein kleineres Ion gegenüber einem größeren stets eine höhere Ladungsdichte und
damit eine größere Hydrathülle.
Die Proteine des Protoplasmas besitzen bei den in den Zellen vorliegenden pH-
Werten einen Überschuss an negativen Ladungen, deren Anzahl den Hydratati-
onsgrad des Plasmas bestimmt. Kationen wirken entladend und damit entquellend.
Besondere Bedeutung für den Quellungszustand des Plasmas haben K+ und Ca2+.
Wird ein adsorbiertes K+ gegen Ca2+ ausgetauscht, nimmt die Quellung des Plas-
mas ab. Umgekehrt bewirkt ein Austausch von K+ gegen Ca2+ eine Zunahme des
Quellungszustandes, da Ca2+ aufgrund seiner größeren Ladung stärker entquel-
lend wirkt als K+ (K+/Ca2+-Antagonismus).
Voraussetzung für die Demonstration dieses Effektes ist die Verwendung von iso-
tonischen K- und Ca-Lösungen, daher wird in dem Versuch KNO3 als 1 M Lösung,
Ca(NO3)2 aber nur in einer Konzentration von 0,7 M angeboten. Begründen Sie
diese Konzentrationen!
Literatur: Schopfer/Brennike.
Diesen Versuch haben wir aus dem Pflanzenphysiologischen Praktikum an der
Universität Halle entnommen. Die ursprüngliche Idee soll aus der „Sendung mit
der Maus“ stammen.
Materialien: Chemikalien: -
- Quellkörper aus Gelatine
- 100 ml-Erlenmeyerkolben
- Pipetten
- Pinzetten
- Zellstoff
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- pH-Meter (Der Versuchsbetreuer muss zuvor 0,1 M Natriumacetat (2 L)
das pH-Meter mit Eichpuffern eingestellt haben) 0,1 M Essigsäure (1 L)
16- Waage 0,7 M Ca(NO3)2
1 M KNO3
Die Herstellung der Pufferlösungen sollte durch
die Studenten erfolgen.
Durchführung:
a) Abhängigkeit der Quellung vom pH-Wert
In Bechergläsern werden Lösungen von jeweils 50 ml verschiedener pH-Stufen
unter Verwendung von Acetatpuffern hergestellt. Dazu sind für jede pH-Stufe
0,1 M Essigsäure und 0,1 M Natriumacetatlösung entsprechend den Angaben der
nachstehenden Tabelle zu mischen:
pH-Wert 0,1 M Essigsäure (ml) 0,1 M Na-Acetat (ml)
3,8 44,5 5,5
4,2 33,5 16,5
4,7 25,0 25,0
5,2 10,0 40,0
5,6 5,5 44,5
Mit Hilfe eines pH-Meters ist der aktuelle pH-Wert zu kontrollieren und gegebenen-
falls durch Zugabe von NaOH bzw. Essigsäure zu korrigieren.
Für jede pH-Stufe 5 Quellkörper abwiegen und in die Lösung geben. Nach 1 - 2
Stunden die Quellkörper den Lösungen entnehmen, sorgfältig trocken tupfen und
erneut wiegen.
Auswertung: Aus den Ausgangs- und Endgewichten ist die prozentuale Gewichts-
zunahme der Quellkörper in jeder Lösung zu ermitteln. Stellen Sie die Ergebnisse
tabellarisch und grafisch dar. Der pH-Wert, bei dem die geringste Quellung erfolgt,
gibt den isoelektrischen Punkt an. Geben Sie eine Definition für diesen Begriff.
b) Wirkung von K+ und Ca2+ auf die Quellung
Je ein Becherglas mit 50 ml 1 M KNO3- bzw. 0.7 M Ca(NO3)2-Lösung bzw.
Reinstwasser füllen, dreimal 5 Quellkörper abwiegen und in die Lösungen geben.
Nach 1 - 2 Stunden die Quellkörper den Lösungen entnehmen, sorgfältig trocken
tupfen und erneut wiegen.
Auswertung: Aus den Ausgangs- und Endgewichten ist die prozentuale Gewichts-
zunahme der Quellkörper in jeder Lösung zu ermitteln. Um die Quellung in den
Salzlösungen mit der in Reinstwasser vergleichen zu können, wird die Quellung in
Reinstwasser = 100 % gesetzt und die Quellung in den Salzlösungen darauf be-
zogen.
Versuchsdauer: ca. 1 Stunde
Hinweis: Versuch 2 und auszugsweise Versuch 5 sind für Schülerversuche gut
geeignet.
174. KURS: WACHSTUM UND ENTWICKLUNG 21.11.2018
4.1 Bildung von Adventivwurzeln und Verhinderung des Blattabfalls
4.2 Einfluss von Licht auf das Wachstum (Biostatistik)
4.3 Selektive Herbizidwirkung
4.4 Zwergmutanten der Erbse und ihre Normalisierung durch
Gibberellinsäure
4.5 Einfluss von Antibiotika auf Keimung und Wachstum
------------------------------------------------------------------------------------------------------
4.1 Bildung von Adventivwurzeln und Verhinderung des Blattabfalls
Allgemeines: In diesem Versuch wird die Wirkung des Phytohormons Indolyles-
sigsäure (IAA = Auxin) auf weitere physiologische Prozesse untersucht.
Literatur: Schopfer & Brennicke; Kutschera, Schopfer.
Materialien: Chemikalien:
3 Coleus-Topfpflanzen für jede Gruppe keine
Geräte: Fertig angesetzte „Lösungen“:
keine 1.Wuchsstoffpaste (IAA)
2.Wasserpaste (Kontrolle)
Zum Ansetzen löst man die erforderliche Menge
IAA in etwas 96 %igem Alkohol und verdünnt
mit H2O (0,5 % IAA). 5 g Wollfett (Lanolin, was-
serfrei) wird dann mit 5 ml Lösung im Mörser so
lange gerieben, bis das Fett die Lösung aufge-
nommen hat. Für die Wasserpaste wird statt
Wuchsstofflösung Wasser verwendet. Aufbe-
wahrung im Kühlschrank.
Durchführung:
Der Wuchsstoff IAA wird wie unter Teil a und Teil b beschrieben als Paste appli-
ziert.
a) Junge Internodien einer Coleus-Pflanze werden gleichmäßig mit Wuchs-
stoffpaste bzw. Wasserpaste bestrichen (d. h. 2 Pflanzen: IAA und Kontrol-
le). Ein etwa 1 cm breiter Streifen wird dazu um den ganzen Stängel gezo-
gen.
Versuchzeit: etwa 10 min
Auswertung: Die beiden Pflanzen werden im Gewächshaus weiterkultiviert und
nach 3 Wochen (12.12.) das Ergebnis protokolliert.
b) An einer weiteren Topfpflanze von Coleus werden die Blätter wie folgt be-
handelt:
- Abtrennung einer ganzen Blattspreite
- Abschneiden einer Blattspreite zu 4/5 (d.h. nur 1/5 bleibt stehen)
- Abschneiden einer ganzen Blattspreite und zusätzlich Auftragen der Wuchsstoff-
paste auf die Schnittfläche des Blattstieles.
Versuchzeit: etwa 15 min
Auswertung: Die Pflanze wird im Gewächshaus weiter kultiviert, nach einer Woche
(28.11.) die Ergebnisse protokolliert.
184.2 Einfluss von Licht auf das Wachstum (Biostatistik)
Allgemeines: Mit diesem Versuch sollen Sie einen praktischen Zugang zum Kapitel
Biostatistik erhalten. Bei der Auswertung und Protokollführung sollen Sie diese
Methoden anwenden. Dieser Versuch ist nach Möglichkeit von allen Gruppen
durchzuführen. Auf Anfrage bieten wir gerne ein Seminar zu Grundfragen der Sta-
tistik an. Wichtige Tabellen sind am Ende der Anleitung angegeben.
Literatur: Schopfer: Experimentelle Pflanzenphysiologie. Band I; Band II; Kutsche-
ra.
Materialien: Chemikalien: keine
- etiolierte und grüne, 6 Tage alte Keimpflanzen
von Kresse
- 5 15 cm großes Millimeterpapier
- Pinzette
- Probittabelle (Anhang)
Geräte: keine Fertig angesetzte Lösungen: keine
Durchführung:
Jede Gruppe untersucht das Wachstum einer Schale grüner, etiolierter und im
dunkelrot Licht angezogener Keimlinge. Dazu werden 140 zufällig gewählte Keim-
linge vorsichtig vom Keimpapier abgenommen und auf 0,5 mm genau vermessen
(z.B. 7,5 mm). Man hält dabei den Keimling mit einer Hand auf der Messplatte fest,
greift die Kotyledonen mit einer Pinzette und zieht den Hypokotylhaken gerade
(ohne ihn abzubrechen).
Auswertung: (siehe Schopfer, Band I, S. 14; Band II, S. 272)
Die Messwerte x werden untereinander in die Spalte einer Tabelle eingetragen, die
Platz für weitere Berechnungen enthalten muss. Diese Messwerte müssen im Pro-
tokoll natürlich angegeben werden. Arbeiten Sie mit einer zweiten Gruppe zusam-
men, die die jeweils andere Keimlingsart (etioliert oder grün) untersucht hat und
verwenden Sie diese Daten unter Angabe der Quelle für den t-Test.
(1) Test auf Normalverteilung:
Prüfen Sie zunächst mittels Probittransformation die Normalverteilung.
1.1 Dazu müssen die Hypokotyllängen in Klassen eingeteilt werden. Die Breite
(b) der Klasse lässt sich wie folgt abschätzen:
Dabei sind xmin und xmax die jeweiligen Extremwerte der ermittelten Hypoko-
tyllängen und N die Anzahl der untersuchten Pflanzen (N = 140). Beide
Stichproben (etioliert und grün) sollten in die gleiche Anzahl von Klassen
geteilt werden. Bei „nur“ 140 Meßwerten führt obige Folrmel aber meist zu
einer zu großen Zahl von Klassen. Mehr als 10 Klassen pro Stichprobe ha-
ben sich nicht bewährt.
1.2 Stellen Sie die Häufigkeitsverteilung als Treppenpolygon dar, indem Sie die
Häufigkeit, der in einzelne Klassen eingeteilten Längenwerte (Ordinate) ge-
gen die entsprechenden Klassen (Abszisse) auftragen.
191.3 Ermitteln Sie die Summenhäufigkeitsverteilung, indem Sie die Häufigkeiten
Klasse für Klasse schrittweise aufaddieren (P1, P1 + P2, ..., P1 + P2 + P3 +
...+P10) und zeichnen Sie die (sigmoidale) Verteilung als Treppenpolygon.
Geben Sie die Werte auch in Prozent an, um sie mit Hilfe einer Probittabelle
in Probits zu übertragen. Liegen die Werte in der graphischen Darstellung in
guter Näherung auf einer Geraden, können die Messwerte der untersuchten
Population als Normalverteilung angesehen werden.
(2) Test auf signifikante Unterschiede der Mittelwerte
2.1 Berechnen Sie dann die Mittelwerte und die mittleren Fehler der Mittelwerte
und vergleichen Sie von beiden Kulturen die Mittelwerte der Hypokotyllän-
gen durch den t-Test.
4.3 Zwergmutanten der Erbse und ihre Normalisierung durch Gibberellinsäu-
re
Allgemeines:
In diesem Versuch wird eine Hauptwirkung des Phytohormons Gibberellin (Gib-
berellinsäure, GA3) untersucht.
Literatur: Kutschera (beide Bücher), für echte Spezis: Taiz/ Zeiger
Materialien: Chemikalien:
Keimlinge von Pisum sativum "Zwerg-Mark- keine
erbsen" Sorte "Wunder von Kelvedon", 2 Wo-
chen im Gewächshaus vorkultiviert. Pro Gruppe
3 Töpfe mit jeweils ca. 10 Pflanzen.
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
Standzylinder und Plastikbecher zum Herstellen Wässrige Tween 20-Lösung (0.1 %) 200 ml,
der GA3-Verdünnungen. GA3-Stammlösung (2 mM)
Sprüher für GA3-Lösung. Die GA3-Lösung ist im Kühlschrank aufzube-
wahren und wird im Praktikum verdünnt.
Durchführung:
Zunächst müssen folgende Lösungen zur Behandlung der Pflanzen aus der
Stammlösung hergestellt werden:
a) 0.2 mM GA3, mit 0.1%iger Tween 20 für den Teil (i),
b) 0.2 mM GA3, ohne Tween 20 für die Teile (ii) und (iii).
Die vorkultivierten Erbsen werden am Praktikumstag
(i) mit ca. 10 ml GA3 Lösung besprüht,
(ii) mit ca. 10 ml GA3 gegossen bzw.
(iii) nicht behandelt (Kontrolle), mit Wasser gießen.
Bei Materialmangel können verschiedene Gruppen Kontrollpflanzen gemeinsam
verwenden.
Alle Töpfe sind im Gewächshaus aufzubewahren und hinreichend während der
Woche zu wässern.
Versuchzeit: etwa 20 min
Auswertung: erfolgt nach einer Woche (28.11.). Die Länge der Sprosse bis zur
Apikalknospe und die Anzahl der Internodien ist von allen 10 Pflanzen pro Topf zu
bestimmen. Mittelwerte und Standardfehler (nicht Standardabweichung!) sind zu
berechnen.
20Hinweis: Pro Topf werden nach Möglichkeit 10 Pflanzen benötigt (Statistik). Ent-
fernen Sie bei Versuchsbeginn alle Pflanzen aus den Töpfen, die Sie nicht benöti-
gen.
4.4 Einfluss von Antibiotika auf Keimung und Wachstum
Allgemeines: Chloramphenicol blockiert die prokaryotische Proteinbiosynthese,
also in Chloroplasten und Mitochondrien. Die Wirkung soll auf Keimung und Keim-
lingsentwicklung beobachtet werden.
Materialien: Chemikalien:
- Weizenkaryopsen
- Handschuhe Chavell-Wasser (Drogerie)
- autoklaviertes Wasser
- Falcon Tubes
- 2 Petrischalen (Plastik) pro Gruppe
- Filterpapier (autoklavieren!)
- Stempel und Stempelkissen
- Parafilm
- Schere
- 10 ml-Standzylinder
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- - 0.025% (w/v) Chloramphenicol-
Lösung, 200 ml
- Autoclaviertes Wasser
Durchführung:
Weizenkaryopsen werden zunächst in 10%igem Chavell-Wasser sterilisiert und
danach mit autoclaviertem Wasser abgespült.
Je 50 Weizen-Karyopsen werden auf Filterpapier (2 Lagen) in Petrischalen mit
8 ml Wasser bzw. 8 ml einer Chloramphenicol-Lösung zur Keimung ausgelegt. Ein
Stempelabdruck erleichtert das Auslegen und die spätere Auszählung. Ober- und
Unterseiten der Petrischalen werden außen sparsam mit Parafilm verbunden.
Versuchszeit: ca. 30 min
Auswertung: Nach 7 Tagen (28.11.17) werden die Keimprozente und die durch-
schnittlichen Koleoptillängen ermittelt sowie der Durchbruch des Primärblattes
durch die Koleoptile registriert.
215. KURS: MINERALSTOFFWECHSEL 28.11.2018
5.1 Mangelkulturen als Beispiel für Biotests
5.2 Nachweis von Nitrat
5.3 Nachweis von Eisen
5.4 Nachweis von Phosphat
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------
5.1 Mangelkulturen als Beispiel für Biotests
Allgemeines: Dieser Versuch hat eine über die mineralische Ernährung weit hin-
ausgehende Bedeutung. Die Versuchpflanzen (Wasserlinsengewächse = Lem-
naceae, besonders Lemna minor) werden als Biotestsysteme zur Routineüberprü-
fung von Wasserqualität eingesetzt (vgl. www.lemnatec.de (überprüft 31. 08. 2012)
oder http://www.mobot.org/jwcross/duckweed/duckweed-charms.htm (überprüft
17.09.2015)). Diese durch eine ISO-Vorschrift festgelegten Biotests sollten eigent-
lich unter axenischen Bedingungen durchgeführt werden, was aber in diesem
Praktikum nicht möglich ist.
Der Versuch sollte von allen Gruppen durchgeführt werden.
Versuche dieser Art sind ausgezeichnet als Schülerversuche geeignet, auch zum
Test giftiger Substanzen aller Art oder von Haushaltschemikalien.
Literatur: Schopfer & Brennicke
Materialien: Chemikalien:
- Pipetten - Spiritus für den Brenner
- beschriftete Standzylinder
- beschriftete Plastikbecher (100 ml)
- Erlenmeyerkolben (100 ml), 3 Stück pro
Gruppe, sterilisiert!
- Wattestopfen
- Wasserlinsengewächse, z.B.
Spirodela polyrhiza oder eine
Lemna-Art (minor, gibba,
aequinoctialis)
- Glasstab
- Kanister für Reinstwasser (Vorrat)
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- pH-Messgerät Stammlösungen:
- Spiritus-Brenner - 100 mM KH2PO4
- Impfösen - 0.2 M Ca(NO3)2
- 1.6 M KNO3
- 0.2 M MgSO4
- 1 mM H3BO3; 2.6 mM MnCl2;
80 µM Na2MoO4
- 5 mM Fe(III)EDTA
- 1.6 M KCl
- 0.2 M CaCl2
- 1 M MgCl2
- 0.15 M NaH2PO4
- 1 M NaNO3
- 0.2 M Na2SO4
- 5 mM Na2EDTA
Der Versuch stellt Grundanforderungen an Ihre Kenntnisse zu Stöchiometrie
und Statistik (Fehlerrechnung, t-Test).
22Durchführung:
Pipettier-Schema für das Vollmedium und Mangelvarianten (Angaben in ml;
Gesamtvolumen 500 ml):
Mangelmedien
Vollmedium Mangelmedien
NO3- PO43- SO42- K+ Mg2+ Fe3+ Ca2+
Nr. Stammlösungen
1 100 mM KH2PO4 2,5 2,5 - 2,5 - 2,5 2,5 2,5
2 0.2 M Ca(NO3)2 2,5 - 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5 -
3 1.6 M KNO3 2,5 - 2,5 2,5 - 2,5 2,5 2,5
4 0.2 M MgSO4 2,5 2,5 2,5 - 2,5 - 2,5 2,5
5 1 mM H3BO3; 2.6 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5
mM
MnCl2; 80 µM
Na2MoO4
6 5 mM Fe(III)EDTA 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5 - 2,5
Ersatzlösungen
7 1.6 M KCl - ? ? - - - - -
8 0.2 M CaCl2 - ? - - - - - -
9 1 M MgCl2 - - - 0,5 - - - -
10 0.15 M NaH2PO4 - - - - ? - - -
11 1 M NaNO3 - - - - ? - - ?
12 0.2 M Na2SO4 - - - - - ? - -
13 5 mM Na2EDTA - - - - - - ? -
In der obigen Tabelle finden Sie in den Spalten die notwendigen Volumina für die
Herstellung der acht verschiedenen Medien. Bitte legen Sie für jedes Medium zu-
nächst ca. 450 ml Reinstwasser in einem Plastikzylinder vor und pipettieren Sie in
der angegebenen Reihenfolge die 6 Lösungen, für welche Sie in der Tabelle Vo-
lumenangaben finden. Nach Zugabe der Komponenten bitte mit einem Glasstab
umrühren, am Schluss auf 500 ml mit Reinstwasser auffüllen.
Zur Vorbereitung auf das Praktikum berechnen Sie bitte die „?“ in der Tabelle. Bitte
geben Sie im Protokoll an, was Sie für „?“ ausgerechnet haben. Dies soll Ihnen
helfen Ihre Kenntnisse in Stöchiometrie zu prüfen. Die Konzentrationen der Lö-
sungen [1M = 1mol/l] sind ihnen in der Tabelle angegeben und das Volumen, wel-
ches Sie an Stammlösung eingesetzt hätten, beträgt immer 2,5ml. Beachten Sie
beim Rechnen stets, dass sie die Standardeinheiten (mol, Liter, ect.) verwenden.
Beispiel: Zur Herstellung eines Sulfat-Mangelmediums werden die Stammlösun-
gen 1, 2, 3, 5 und 6 zu je 2,5ml pipettiert. Um die Stammlösung 4 (diese enthält
Sulfat) zu ersetzen, verwendet man die Ersatzlösung 9. In Lösung 4 und 9 sind
Magnesium-Ionen enthalten. Da nicht gleichzeitig auch auf Magnesiummangel
getestet werden soll, sondern der alleinige Effekt von fehlendem Phosphat beo-
bachtet werden soll, müssen die Magnesium-Ionen in der gleichen Stoffmenge
(Teilchenanzahl) zugeführt werden.
0.2 M MgSO4 soll durch 1 M MgCl2 ersetzt werden. Da die Stoffmenge an Magne-
sium in der Stammlösung 4 genau so groß wie in der Ersatzlösung 9 sein soll, gilt
n (Stammlösung 4) = n (Ersatzlösung 9). Damit lässt sich aufgrund n = c*V folgen-
de Rechnung für das benötige Volumen der Lösung 9 aufstellen:
=
Jede Gruppe sollte eine Mangelvariante plus die Kontrolle ansetzen. Hier ist eine
Hilfe für Sie zur Aufteilung auf die Gruppen:
23Gruppe Vollmedium -N -P -S -K -Mg -Fe -Ca
1 X X
2 X X
3 X X
4 X X
5 X X
6 X X
7 X X
8 X
9 X
10 X
Überführen Sie von jedem Ansatz 3 x 75 ml in 100 ml Erlenmeyerkolben. Der
zweite Teil der Nährlösung kann von einer anderen Gruppe verwendet werden.
Am gleichen Tag wird noch jeweils ein Triplett von Spirodela polyrhiza (oder eine
andere Wasserlinse) eingeimpft. Da wir nicht axenisch arbeiten, kann dies im
Praktikumsraum ohne Sicherheitswerkbank erfolgen. Die Pflanzen werden (im
Hörsaalvorbereitungsraum oder im Gewächshaus) 3 Wochen kultiviert.
Zum Ansetzen des Versuches: Nach dem Überimpfen wird die Anzahl der Sprosse
bestimmt, da es meist nur schwer möglich ist, genau ein Triplett einzuimpfen (Üb-
rigens: Was sind Turionen?). Ausgangs-pH-Wert in einem der Kolben messen
(pH-Elektrode).
Kolonie von Lemna minor, be-
stehend aus Mutterspross (M)
und zwei Tochtersprossen (D1
und D2).
Versuchszeit: 1.0 – 1.5 Stunden
Zur Auswertung während des Praktikums: Bitte beobachten Sie die Entwicklung
Ihrer Pflanzen. Die Sprosszahl ist wöchentlich (05.12.; 12.12.; 19.12.) zu bestim-
men – solange die Zahl nicht soweit ansteigt, dass eine Bestimmung ohne Öffnen
des Kolbens nicht mehr möglich ist (in einigen Varianten vielleicht nach 3 Wo-
chen?). Bitte diskutieren Sie mit dem Versuchsbetreuer bevor Sie eine Messung
entfallen lassen.
Zur Auswertung nach 3 Wochen: Es sind erneut der pH-Wert, letztmalig die
Sprosszahl pro Kolben (genau!), sowie zum Abschluss das Frischgewicht zu mes-
sen. Zum Zählen ist es vermutlich günstig, den Kolbeninhalt in eine Glasschale zu
schütten. Sollten sich Turionen gebildet haben, so ist die Zahl zu bestimmen.
Ebenfalls soll eine Bonitierung (lat. Bonitas = gute Beschaffenheit, Güte) stattfin-
den, wobei besonders der Chlorophyllgehalt und der Anthozyangehalt einzuschät-
zen sind.
Zur schriftlichen Auswertung: Alle numerischen Daten sowie die Bonitierungser-
gebnisse sind anzugeben (Originaldaten). Mittelwerte und Fehler (mittlerer Fehler
des Mittelwertes) sind zu berechnen. Aus den Sprosszahlen (Z1, Z2) über die Zeit
(t1, t2) werden die Wachstumsraten (WR) und die Verdoppelungszeit (Td) nach
24folgenden Formeln berechnet:
WR = (lnZ2 – lnZ1)/(t2 - t1)
Td = ln2/WR (Dimension Tage, falls t1 und t2 in Tagen verwendet wurden).
Mittels t-Test ist zu entscheiden, ob die Wachstumsraten oder die Verdoppelungs-
zeiten der Mangelvarianten signifikant von den Kontrollen verschieden sind. Bitte
verwenden Sie dazu nicht die Sprosszahlen. Warum sind diese nicht akzeptabel?
Hinweis: Die Betreuer des Versuches sollten am Schluß die Zusammenfassung
der Daten aller Gruppen organisieren, damit eine Übersicht erhalten wird.
5.2 Nachweis von Nitrat
Allgemeines: In diesem Versuch soll der Nitratgehalt im Pflanzensaft nachgewie-
sen werden.
Literatur: Schopfer/Brennicke
Materialien: Chemikalien:
- Objektträger -
- Tropfpipette
- Zea mays, auf Vermiculit angezogen
(deshalb N-Mangel) und auf Boden an-
gezogen. Brennnesseln, Hirtentäschel-
kraut.
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Auflichtmikroskop Diphenylamin-Schwefelsäure
Durchführung:
a. Von basalen Stengelteilen einer Ruderalpflanze (z. B. Urtica dioica, auch
andere Pflanzen sind verwendbar: Capsella bursa-pastoris, Lamium album,
Chenopodium bonus-henricus bzw. Ch. album, Solanum nigrum) fertigt
man einen Querschnitt an, legt ihn auf einen Objektträger und betropft ihn
mit Diphenylamin-Schwefelsäure. Beobachtung mit einem Auflichtmikro-
skop: Blaufärbung der Gewebe gilt als NO3--Nachweis. Als Kontrolle dient
Pflanzenmaterial mit geringem NO3--Gehalt (Zea mays vergleichsweise auf
Vermiculit und Boden angezogen).
Versuchszeit: ca. 15 min
b. Von einer Ruderalpflanze (s.o.) wird etwas Pflanzensaft auf einen Objekt-
träger gegeben und mit 2 Tropfen Diphenylamin-Schwefelsäure versetzt.
Bei Anwesenheit von Nitrat entsteht eine tiefblaue bis violette Färbung.
Versuchszeit: ca. 15 min
Auswertung: Bedeutung des Stickstoffs für die Pflanze (aber bitte nicht ins Proto-
koll).
Hinweis: Herstellung von Diphenylamin-Schwefelsäure durch die studentische
Hilfskraft: 0.2 g Diphenylamin in 4 ml Reinstwasser suspendieren und darauf vor-
sichtig 20 ml konzentrierte Schwefelsäure geben!! Starke Säure!!.
255.3 Nachweis von Eisen
Allgemeines: Ziel des Versuchs ist der Nachweis von Eisen im Prokambium des
Senfembryos. Siehe auch Hinweise auf Seite 64
Literatur: Schopfer & Brennicke
Materialien: Chemikalien:
- Senfsamen (24 Stunden in 1%iger ------
K4[Fe(CN)6] vorgequollen) Versuchsbetreuer!
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Auflicht-Mikroskop (Bei Verwendung eines - 1% K4[Fe(CN)6]
Durchlichtmikroskops müssen die Schnitte - 5% Salzsäure
sehr dünn sein)
- Präparationsbesteck, von den Studenten mit-
zubringen (Pinzette, Skalpell, Messer)
Durchführung:
Die Samenschale wird entfernt und der Embryo mit 5%iger Salzsäure versetzt.
Unter dem Mikroskop beobachtet man die Blaufärbung der Prokambiumstränge
(Berliner Blau-Reaktion).
Versuchszeit: ca. 20 min
Auswertung: Skizze.
5.4 Nachweis von Phosphat
Allgemeines: Es soll der Phosphatgehalt in Blattstielen der Rosskastanie bestimmt
werden.
Literatur: Bergmann, Kutschera, Strasburger, Mengel
Materialien: Chemikalien:
- 10 Blattstiele der - HCl zum Herstellen einer sehr verdünnten Lösung
Rosskastanie (0,1%).
- Trichter und
Rundfilter
- Küvetten
- Reagenzgläser, Stän-
der
- Eichkurve zur Phos-
phatbestimmung
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Waage - Molybdat-Reagenzlösung:
- pH-Meter 13 g Ammoniummolybdat (NH4)6Mo7O24 x 4H2O in
- Spektralphotometer 100 ml Wasser lösen
- Spatel + 300 ml Schwefelsäure II (zur Herstellung: - Schwe-
- Wasserbad felsäure II: 150 ml Wasser + 150 ml konz. Schwefelsäu-
- Pinzette re)
-kl. Gläser + 0.35 g Kaliumantimon (III)-oxidtartrat in 100 ml
Wasser gelöst und gut mischen.
(Reagenzloesung ist mindestens 2 Monate haltbar)
- Ascorbinsäurelösung (im Kühlschrank mehrere
Wochen haltbar)
10 g Ascorbinsäure in 100 ml Wasser
Durchführung:
Drei bis vier Blattstiele (Gewicht bestimmen) der Rosskastanie werden in ca. 3 cm
26lange Stücke geschnitten und in einem Reagenzglas in 10 ml Reinstwasser ge-
kocht (15min) und anschließend dekantiert. Der erkaltete Überstand (= „Abko-
chung“) wird kurz filtriert (Trichter und Rundfilter), mit einem pH-Meter vermessen
und der pH-Wert mit sehr stark verdünnter HCl auf den Bereich pH = 3.0 - 4.0 ein-
gestellt. Schutzbrillen benutzen!
Die colorimetrische Reaktion wird wie folgt ausgelöst (gut mischen):
0.7 ml Probelösung (Abkochung, s.o.)
+ 0.1 ml Ascorbinsäurelösung
+ 0.2 ml Molybdat-Reagenzlösung
Leerwert: Die Probelösung wird durch Reinstwasser ersetzt.
Vermessung bei 880 nm im Spektralphotometer frühestens nach 10 min, spätes-
tens nach 30 min.
Versuchszeit: ca. 30 min
Auswertung: Bitte schätzen Sie die Menge Phosphat ab, die durch das Kochen
pro Gramm Frischgewicht extrahiert wurde. Zur Berechnung ist folgende Formel
zu verwenden: Phosphat [µmol/l] = 56.0 x E880
Gegebenenfalls muss mit Wasser verdünnt werden, was bei der Berechnung na-
türlich berücksichtigt werden muss.
Bedeutung des Phosphors für die Pflanze (bitte nicht ins Protokoll, nur zum Nach-
denken).
Eine mögliche Erweiterung: Verwendung von Cola (vorher mit Aktivkohle entfär-
ben, da man sonst die Absorption nicht messen kann) oder Waschpulver zur
Phosphatbestimmung – obwohl das nicht exakt Pflanzenphysiologie ist, wohl aber
für den Schulunterricht interessant sein könnte.
276. KURS: KEIMUNG 05.12.2018
6.1 Einfluss von Abscisinsäure (ABA) auf die Samenkeimung
6.2 Keimfähigkeitsprüfung (Schnelltest)
6.3 Phytochrom-Einfluss auf die Keimung – ein klassischer Modellversuch
6.4 Einfluss des Umweltfaktors Wasser auf die Entwicklung von
Keimpflanzen
6.5 Einfluss endogener Abscisinsäure auf Keimung
6.6 Etiolement
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6.1 Einfluss von Abscisinsäure (ABA) auf die Samenkeimung
Allgemeines: Ziel des Versuchs ist es, das Keimverhalten von Samen in Abhän-
gigkeit von verschiedenen Abscisinsäure-Konzentrationen zu ermitteln.
Literatur: Schopfer/Brennicke
Materialien: Chemikalien:
- Kresse Samen ------
- Petrischalen autoklaviert
- Rundfilterpapier autoklaviert
- 10 ml-Standzylinder (4 Stück)
- Tomatensaft
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
------ - Lösungen von ABA: 10-3 M, 10-4 M 10-5 M,
10-6 M, 10-7 M, jeweils 100 ml
-Pufferlösung (MES) mit Tomatensaft pH
Durchführung:
Die Petrischalen werden mit 3 Lagen Filterpapier belegt und jeweils mit 25 Samen
beschickt. 5 ml der verschiedenen ABA-Lösungen, Tomatensaft bzw. Pufferlö-
sung/Wasser (Kontrollen) werden vorsichtig eingefüllt, sodass die Samen nicht
weggespült werden. Die Petrischalen werden mit einem Oberteil verschlossen und
im Gewächshaus aufgestellt. Zum Verschließen sollte Parafilm verwendet werden.
Versuchszeit: ca. 30 min
Auswertung: Die Auswertung erfolgt nach 7 Tagen (12.12.). Tragen Sie die Anzahl
gekeimter und ungekeimter Samen in die unten stehende Tabelle ein. Die Keim-
prozente sind zu bestimmen und gegen die Konzentration von ABA halb-
logarithmisch aufzutragen Das bedeutet: x-Achse log-Darstellung, y-Achse lineare
Darstellung.
H2O Tomatensaft Puffer ABA ABA ABA ABA ABA
10-3 10-4 10-5 10-6 10-7
Kresse
Informieren Sie sich über die Wirkung von ABA (aber bitte nicht ins Protokoll
schreiben).
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