Kursplan und Skript zum Praktikum Pflanzenphysiologie - Lehramt Wintersemester 2019/20
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Kursplan und Skript zum Praktikum
Pflanzenphysiologie
Wintersemester 2019/20
Lehramt
Seiten
1. EINFÜHRUNG IN ARBEITSTECHNIKEN UND VERSUCHE ZUM THEMA
BEWEGUNGSPHYSIOLOGIE 23.10.2019 5
0. Allgemeine Einführung (Pipettieren, Wiegen, Zentrifugieren, Spektrometer, Mik-
roskop)
1.1 Thermonastische/Photonastische Öffnungs- und Schließbewegungen
1.2 Negativer und positiver Gravitropismus
1.3 Phototropismus
2. WASSERHAUSHALT DER ZELLE 30.10.2019 8
2.1 Saugwirkung eines Zweiges
2.2 Transpiration
2.3 Guttation
2.4 Einfluss von Streusalz auf die Wasseraufnahme
2.5 Plasmolyse
3. PHYSIKOCHEMIE DER ZELLE 06.11.2019 13
3.1 Diffusionsgeschwindigkeit von Elektrolyten
3.2 Quellungsdruck
3.3 Traubesche Zelle als Modell einer Pflanzenzelle
3.4 Modellversuch zur Osmose
3.5 Abhängigkeit der Quellung von pH-Wert und Salzkonzentration
4. WACHSTUM UND ENTWICKLUNG 13.11.2019 18
4.1 Krümmung der Sproßachse und Bildung von Adventivwurzeln und Verhinderung des
Blattabfalls
4.2 Einfluss von Licht auf die Entwicklung von Keimlingen
4.3 Zwergmutanten der Erbse und ihre Normalisierung durch
Gibberellinsäure
4.4 Einfluss von Antibiotika auf Keimung und Wachstum
5. MINERALSTOFFWECHSEL 20.11.2019 22
5.1 Mangelkulturen als Beispiel für Biotests
5.2 Nachweis von Nitrat
5.3 Nachweis von Eisen
5.4 4-Farbversuch (Wassertransport in der Pflanze)
6. KEIMUNG 27.11.2019 27
6.1 Einfluss von Abscisinsäure (ABA) auf die Samenkeimung
6.2 Keimfähigkeitsprüfung (Schnelltest)
6.3 Phytochrom-Einfluss auf die Keimung – ein klassischer Modellversuch
1
6.4 Einfluss des Umweltfaktors Wasser auf die
Entwicklung von Keimpflanzen
6.5 Einfluss endogener Abscisinsäure auf Keimung
7. BODEN UND PFLANZE 04.12.2019 31
7.1 Bestimmung der Wasserkapazität
7.2 Mykorrhiza
7.3 Bestimmung der Bodenazidität
7.4 Bestimmung des Kalkgehaltes
7.5 Adsorption saurer und basischer Farbstoffe durch Bodenkolloide
8. CHLOROPLASTENPIGMENTE 11.12.2019 36
8.1 Vorversuch: Extraktion der Pigmente
8.2 Bestimmung des Chlorophyllgehaltes
8.3 Abbau des Chlorophylls (Effekte auf Farbe und Fluoreszenz)
8.4 Die Wirkung eines Herbizids - SAN 9789 (Norflurazon)
8.5 Dünnschichtchromatographische Trennung von Chloroplastenpigmenten
9. PHOTOSYNTHESE 18.12.2019 41
9.1 Nachweis der O2-Abgabe (Glimmspanversuch)
9.2 C3- und C4-Pflanzen
9.3 Einfluss der Lichtintensität auf die Hill-Aktivität
9.4 Regulation der Stomata
9.5 Nachweis von Assimilationsstärke
10. ENZYMOLOGIE 08.01.2020 46
10.1 Meerrettich Peroxidase
10.2 Nachweis von α- und ß-Amylase-Aktivität
10.3 In-vivo-Bestimmung der Nitratreduktase-Aktivität
10.4 Kartoffel-Katalase-Versuch
11. ATMUNG UND GÄRUNG 15.01.2020 54
11.1 Entwicklung von CO2 bei der Atmung und Temperaturabhängigkeit
der Atmung
11.2 Vergärung verschiedener Kohlenhydrate
11.3 Baumannscher Versuch (Eisen-katalysierte Elektronenübertragung)
12. SÄUREN UND SEKUNDÄRE PFLANZENSTOFFE 22.01.2020 56
12.1 Bestimmung der Azidität in Wein
12.2 Nachweis von Ascorbinsäure in pflanzlichen Produkten
12.3 Nachweis von Sekundärcarotinoiden
12.4 Nachweis von Aesculin und Fraxin
12.5 Bestimmung von pflanzlichen Terpenen durch Geruchstest
12.6 Chemiewaffen im Pflanzenreich (Allelopathie)?
2
13. Abschlussklausur am
19.02.2020 14:00Uhr
Gr. Hörsaal Dornburgerstr. 159
14. Nachklausur am
11.03.2020 16:00Uhr
Gr. Hörsaal Dornburgerstr. 159
Köhler’sche Beleuchtung 63
Zusatzblatt zum Eisennachweis 64
Liste einiger im Pflanzenphysiologischen Praktikum verwendeter Pflanzen 65
Periodensystem 67
3Allgemeine Literatur-Hinweise
KUTSCHERA, U.: Grundpraktikum zur Pflanzenphysiologie, Quelle & Meyer,
Wiesbaden, 1998.
*) KUTSCHERA, U.: Prinzipien der Pflanzenphysiologie. 2. Auflage. Spektrum Akademi-
scher Verlag, Heidelberg 2002.
NULTSCH, W.: Allgemeine Botanik. 11. Aufl., Thieme, Stuttgart 2001.
*) SCHOPFER, P und A. BRENNICKE: Lehrbuch der Pflanzenphysiologie. 7. Aufl., Spektrum
2010.
RICHTER, S.: Stoffwechselphysiologie der Pflanzen. 6. Aufl., Thieme, Stuttgart
1998.
SCHOPFER, P.: Experimentelle Pflanzenphysiologie. Einführung in die Methoden. Band I.
Springer-Verlag, Berlin 1986.
*SCHOPFER, P.: Experimentelle Pflanzenphysiologie. Einführung in die Anwendung. Band
II. Springer-Verlag, Berlin 1989.
STRASBURGER. Lehrbuch der Botanik. 35. Aufl., Neubearb. P. SITTE, E. W. WEILER, J. W.
KADEREIT, A. BRESINSKY und C. KÖRNER. Spektrum Akademischer Verlag 2002.
Lincoln TAIZ, Eduardo ZEIGER. Plant Physiology. 4th Edition. Spektrum Akademischer
Verlag, 2007.
*) Besonders zu empfehlen
41. KURS: BEWEGUNG 23.10.2019
0. Allgemeine Einführung (Pipettieren, Wiegen, Zentrifugieren, Spektrometer, Mikro-
skop)
1.1 Thermonastische/ Photonastische Öffnungs- und Schließbewegungen
(Demonstrationsversuch)
1.2 Negativer und positiver Gravitropismus
1.3 Phototropismus
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------
0. Allgemeine Einführung
Mit einem „Stationsbetrieb“ möchten wir Ihnen eine Einführung in unerlässliche Techni-
ken und Geräte der experimentellen Botanik ermöglichen. Es geht um den Umgang mit
Waagen, Pipetten, Zentrifugen und verschiedenen Spektrophotometern. Zur Übung sollen
Sie eine Standardkurve erstellen. Dazu wird eine Protein Lösung mit unbekannter Kon-
zentration benötigt (Betreuer). Als Null-Probe dient Wasser. Außerdem werden wir mit
Ihnen den Umgang mit dem Mikroskop näherbringen.
Versuchszeit: ca. 2 h
1.1 Thermonastische/ Photonastische Öffnungs- und Schließbewegungen
Allgemeines: Bei diesem Versuch handelt es sich um einen Demonstrationsversuch, der
von einem Betreuer vorgeführt wird. Bitte protokollieren Sie diesen Versuch. Das Anlie-
gen besteht darin, Temperatur als Reiz für Nastien zu erkennen. Bei vielen Blütenpflanzen
beobachtet man für das Wachstum der Innen- und Außenseiten der Blütenblätter unter-
schiedliche Temperaturoptima. Daher lösen Temperaturveränderungen oft thermonasti-
sche Bewegungen aus. Pflanzen können teilweise auf sehr geringe Temperaturdifferenzen
reagieren, die Perigonblätter von Crocus z.B. noch auf 0,2oC.
Literatur: Schopfer&Brennicke oder Kutschera (Prinzipien)
Materialien: Gänseblümchen (Bellis perennis), Mohn (Papaver Chemikalien: keine
spec.) oder Wiesen-Pippau (Crepis biennis) sind nahezu ideale Objek-
te für diesen Versuch. Die Blüten sollten geschlossen sein und dazu
vorher in kaltem Wasser oder Kühlschrank aufbewahrt werden.
Geräte: Fertig hergestellte Lösungen:
1. Zwei Bechergläser als Blumenvasen. Leitungswasser mit Kühlschrank-
2. Kühlschrank. temperatur
Durchführung:
Die Pflanzen mit geschlossenen Blüten werden ins Praktikum (Zimmertemperatur) ge-
bracht. Es ist darauf zu achten, dass das Wasser im Becherglas dann ebenfalls Raumtem-
peratur hat. Sind die Blüten bereits geöffnet, so kann man sie bei 4oC in einen Kühlschrank
stellen. Experimentell einfacher ist es, sie in ein Becherglas mit gekühltem Wasser zu stel-
len. Es wird das Öffnen oder Schließen der Blüten beobachtet.
Versuchszeit: ca. 5 min zum Ansetzen, Ergebnis im Verlauf der Praktikumszeit.
Auswertung: Verlauf und zeitliche Dauer der Öffnungs- bzw. Schließbewegungen von Blü-
tenblättern sind zu beobachten und zu protokollieren.
51.2 Negativer und positiver Gravitropismus
Allgemeines: Unter Gravitropismus (=Geotropismus) versteht man die räumliche Ausrich-
tung/Orientierung verschiedener Pflanzenorgane in Bezug auf den Schwerereiz der Erdan-
ziehung (Gravitationsreiz). So zeigen Wurzeln vom Zeitpunkt der Keimung an das Bestre-
ben, abwärts (positiver Gravitropismus = in Richtung der Schwerkraft), Hauptsprossachse
und Koleoptilen das Bestreben, aufwärts (negativer Gravitropismus = entgegen Schwer-
kraft) zu wachsen. Der Nachweis, dass es sich hierbei um die Reaktion auf einen Schwere-
reiz handelt, kann mit nachfolgend beschriebenen Versuch erbracht werden. Zudem kön-
nen Informationen über die Wachstumsgeschwindigkeit der Wurzel erhalten werden.
Literatur: Kutschera (Prinzipien), Kutschera (Grundpraktikum), aber auch Schopfer &
Brennicke.
Materialien: Keimlinge von Zea mays Chemikalien: keine
Geräte: Plastikschale mit Deckel, Millimeterfolie, Fertig angesetzte Lösungen: keine
doppelseitiges Klebeband, Binokular, Rasieklinge,
Skalpell, Nadel
Durchführung:
Auf die Außenseite einer durchsichtigen Plastikschale wird Millimeterfolie geklebt. 8
Keimlinge von Zea mays werden entnommen. Von der Hälfte wird unter dem Binokular
vorsichtig die Wurzelhaube (Kalyptra) mittels eines Skalpells oder einer Rasierklinge ent-
fernt. In eine Schale, deren Boden zuvor mit feuchtem Fließpapier ausgelegt wurde, wer-
den 2 Keimlinge mit Kalyptra waagerecht, 2 Keimlinge senkrecht mit Klebeband an der
Innenseite der Schale befestigt. Die andere Schale erhält die gleiche Ausstattung, aller-
dings alle Keimlinge ohne Kalyptra. Die an der Plastikschaleninnenwand vorab befestigten
Blöckchen können jeweils als Stütze für die Wurzeln der waagerecht befestigten Keimlin-
ge dienen. Die Schale wird mit dem Deckel abgedichtet.
Versuchszeit: ca. 30 min
Auswertung: Protokollieren Sie das Wachstumsverhalten der Wurzel mit und ohne Kalyp-
tra. Skizzieren Sie das Ergebnis nach einer Woche (30.10.) und beschreiben Sie die Ergeb-
nisse. Bestimmen Sie die Längenwachstumsgeschwindigkeit von Wurzel und Koleoptile.
1.3 Phototropismus
Allgemeines: Das einseitig gerichtete Wachstum unter dem Einfluss von Licht beruht letzt-
lich auf dem polaren Auxintransport.
Literatur: Besonders gut verständlich in Kutschera (Prinzipien), aber auch Schopfer &
Brennicke.
Materialien: Pro Gruppe 2 - 3 Sonnenblumen- Chemikalien:
keimlinge (oder Erbse), ca. eine Woche nach Aussaat keine
in Vermiculit.
250 ml-Plastikbecher pro Gruppe
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
„Phototropismuskäfig“ – muss meist neu aus einem keine
Karton konstruiert werden. Es wird also ein Karton
benötigt (Versuchsbetreuer).
6Durchführung:
Ein Keimling wird in ein Plastikbecherglas mit Vermiculit gesetzt. Das Vermiculit wird gut
gewässert (nicht mehr als ein Drittel stehendes Wasser). Das Becherglas wird in den „Pho-
totropismuskäfig“ gesetzt und so geschlossen, dass Licht nur einseitig einfallen kann.
Versuchszeit: ca. 5 min
Auswertung: Nach einer Woche (30.10.) ist das Ergebnis zu skizzieren und zu protokollie-
ren.
72. KURS: WASSERHAUSHALT DER ZELLE 30.10.2019
2.1 Saugwirkung eines Zweiges
2.2 Transpiration
2.3 Guttation (Demonstrationsversuch)
2.4 Einfluss von Streusalz auf die Wasseraufnahme
2.5 Plasmolyse
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------
2.1 Saugwirkung eines Zweiges
Allgemein: Bitte nutzen Sie die Stichworte Transpiration, Einflüsse auf die Transpiration
und physikalische Aspekte der Transpiration zu Ihrer Vorbereitung.
Materialien: Chemikalien:
Zweige der Eibe (Taxus). Auch andere Zweige keine
sind möglich.
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- kleines Becherglas Tinte (1,5ml) in Glycerol (100ml) + Wasser (50ml)
- Fotoschale oder Eimer
- dünner Schlauch
- 1 ml Messpipette
- Stativ
- Stativmaterial
- Gartenschere
Durchführung:
Vor Versuchsbeginn wird der Taxus-Zweig unter Wasser schräg abgeschnitten und ebenso
unter Wasser durch einen wassergefüllten Schlauch mit einer wassergefüllten 1 ml
Glaspipette verbunden. Dabei ist darauf zu achten, dass diese Verbindung luftblasenfrei
ist! Die Pipette wird mit ihrem spitzen Ende in die gefärbte Tintenlösung gebracht. Dieses
Konstrukt aus Zweig, Schlauch und Pipette wird über Stativmaterial an einem Stativ befes-
tigt.
Nach ca. 15 min nehmen Sie nun etwa 10 Minuten lang den Wasseranstieg anhand des
Standes der Farblösung in der Pipette wahr. Notieren Sie in geeigneten Zeitintervallen
(Sekunden- bzw. Minutenbereich) den Anstieg.
Versuchszeit: ca. 20 min
Auswertung: Stellen sie in einem Zeit-Volumen-Diagrammen den Wasseranstieg dar. Die
Transpirationsrate ist durch eine Regressionsrechnung (lineare Regression) zu ermitteln.
Hinweis: Die nichtwässrige Farbstofflösung dient als Ersatz für Quecksilber.
82.2 Transpiration
Versuchsteil A: Transpiration
Materialien: Topfpflanzen von Solanum lycopersi- Chemikalien:
cum (gut gegossen und für mehrere Tage trocken keine
gestellt)
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Waage keine
- kl. Plastiktüten
- Lampe
Durchführung:
Eine trocken gestellt und eine gut gegossene Topfpflanze mit etwa gleich großer Blattflä-
che werden ausgewählt. Die Töpfe werden mit Plastiktüten umhüllt, dann werden die
Pflanzen gewogen und ihr Gewicht wird notiert. Für zwei Stunden werden die Pflanzen im
Kursraum ans Fenster oder ins Gewächshaus (Licht!) gestellt, anschließend wird erneut
das Gewicht der Pflanze gemessen und protokolliert.
Auswertung:
a) Protokollieren Sie die Versuchsergebnisse in der Tabelle
Trocken gestellte Pflanze Gut gewässerte Pflanze
Gewicht zu Kursbeginn
Gewicht nach 2h
Gewichtsdifferenz
Differenz MW
b) Stellen Sie fest, ob sich das Gewicht der untersuchten Pflanzen während des Ver-
suchs geändert hat. Erklären Sie die Ergebnisse. Weshalb wurden die Töpfe der
Pflanze während dieses Versuches mit Plastiktüten umhüllt? Welche anderen Pro-
zesse in der Pflanze könnten ihr Gewicht ebenfalls beeinflusst und die Versuchser-
gebnisse ggf. verfälscht haben? Schätzen Sie ab, wie viele ml Wasser eine Toma-
tenpflanze pro Stunde durch Transpiration verliert.
Versuchszeit: ca. 10 min.
Versuchsteil B: Qualitativer Nachweis
Literatur: Kutschera, Schopfer & Brennicke
Materialien: Mais (2-wöchige Vorkultur). Chemikalien:
Blätter von zwei weiteren Arten, z. B. Tradescantia, keine
Coleus (Bot. Garten).
Blätter nach dem Abschneiden sofort in Wasser
stellen
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Waage, Wägschälchen und Spatel Für die Vorbereitung des Versuches wird eine 5 %-
- rundes Filterpapier ige CoCl2 Lösung hergestellt. Mit dieser werden
- 100 ml Becherglas Filterpapierscheiben getränkt und diese dann im
9- Wärmeschrank Wärmeschrank getrocknet. Der Farbwechsel von
- Glasplatten Rosa nach Blau zeigt deren Trocknung an. Die Filter-
- Wäscheklammern papierscheiben werden folgend in einem Exsikkator
- Handschuhe maximal 1 Monat aufbewahrt. Falls notwendig, noch
- Pinzette einmal vor Praktikumsbeginn im Trockenschrank
trocknen.
Durchführung:
Von Pflanzen zweier oben angegebener Arten und zusätzlich von Mais wird je ein Blatt
abgetrennt. Jedes Blatt muss sofort zwischen zwei der trockenen Cobalt-Papiere gelegt
und mit zwei Glasscheiben abgedeckt werden (Stiel muss herausragen). Achten Sie da-
rauf, dass die Blätter nicht gequetscht werden! Beide Glasscheiben werden mit Wäsche-
klammern befestigt.
Schematischer Aufbau:
Glasplatte
Co-Papier Wäsche-
klammern
z.B. Mais-
blatt
Auswertung: Skizzieren/Fotografieren und beschreiben Sie die Transpiration anhand der
Farbveränderung des Cobalt-Papieres nach etwa 30 Minuten.
Versuchszeit: ca. 15 min.
Versuchsteil C: Quantitativer Nachweis
Materialien: Blätter wie bei Teil A Chemikalien:
Vaseline (nicht zu alt, in der Apotheke erhältlich)
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Feinwaage keine
- Draht
Durchführung:
Zwei gleichgroße Blätter einer Art werden nach Abtrennung von der Pflanze am Blattstiel
mit Vaseline abgedichtet. Eines der beiden Blätter wird auf der Blattunterseite dünn mit
Vaseline eingestrichen, das andere nicht. Von beiden Blättern wird unverzüglich das Ge-
wicht bestimmt. Führen Sie drei weitere Wägungen in Abständen von 10 Minuten durch.
Führen Sie anhand Ihrer Messungen die Anteile kutikulärer und stomatärer Transpiration
zur Gesamttranspiration in Prozent auf. Diskutieren Sie Ihre Ergebnisse anhand der Litera-
tur.
Versuchszeit: ca. 20 min.
102.3 Guttation (Demonstrationsversuch)
Literatur: Kutschera, Schopfer
Materialien: Pflanzen (ca. 15 – 20 cm groß) von Chemikalien:
Hordeum vulgare und Zea mays -
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Glasglocke (großes Becherglas zum Über- -
stülpen)
- Filterpapier
Durchführung:
Beobachten Sie die Guttation stark gewässerter Keimpflanzen, welche sich in einer was-
serdampfgesättigten Atmosphäre in einer Glasglocke auf Filterpapier befinden.
Auswertung:
Beschreiben, skizzieren und diskutieren Sie ihre Beobachtungen.
Versuchszeit: ca. 5 min, Ergebnis im Verlauf der Praktikumszeit.
2.4 Einfluss von Streusalz auf die Wasseraufnahme
Allgemeines:
- Die Auswertung muss auch am 2. Tag nach Versuchansatz erfolgen!
Literatur: Tafelwerk
Materialien: Blätter vom Alpenveilchen Chemikalien:
- Rapsöl
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Reagenzglasständer - 10 %-ige NaCl-Stammlösung
- Reagenzgläser graduiert
- Tropfpipette
- Folienstift
- Messer / Rasierklinge
- Lineal
Durchführung:
Vorbereitend wird eine Konzentrationsreihe hergestellt, dies kann von einer Gruppe für
alle Gruppen durchgeführt werden. Herzustellen sind NaCl-Konzentrationsstufen von 0 %,
1 %, 2.5 %, 5 % und 10 %; V=10ml.
Messen Sie den Innendurchmesser der von Ihnen verwendeten Reagenzgläser aus. Je eine
Konzentrationsstufe ist in je ein Reagenzglas zu geben. Beschriften Sie die Reaktionsgefä-
ße. In jedes Gefäß wird je ein Blatt mit einer Blattstiellänge von etwa 5 cm gestellt. Su-
chen Sie Blätter mit etwa gleicher Größe aus und achten Sie darauf, dass die Blätter sofort
nach dem Schnitt in die Lösung gebracht werden. Der Blattstiel sollte etwa 3 cm in die
Lösung ragen. Überschichten Sie nun die Lösung, in der das Blatt steht mittels einer
Tropfpipette vorsichtig mit etwa 0,5 ml Paraffinöl oder Rapsöl. Dies soll eine Verdunstung
der NaCl-Lösung während des Versuchszeitraumes verhindern. Der Stand der NaCl-Lösung
wird mit einem Folienstift am Glas markiert und notiert.
11Auswertung:
Ermitteln sie nach 2 (01.11.) und nach 7 Tagen (6.11.) die aufgenommene Wassermenge
in Milliliter. Messen sie dazu die Verringerung des Lösungsstandes und ermitteln Sie das
Volumen nach der Volumenformel für Zylinder.
Skizzieren, beschreiben und bewerten Sie das äußere Erscheinungsbild der Blätter.
Versuchszeit: ca. 1h, Ergebnis nach 2 Tagen und einer Woche.
2.5 Plasmolyse
Allgemeines:
- Plasmolyse ist der durch Osmose verursachte Wasserentzug aus dem Protop-
lasten einer Pflanzenzelle.
Literatur: Wanner 2004 Mikrokopisch-Botanisches Praktikum
Materialien: Rote Zwiebel von Allium cepa Chemikalien:
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Rasierklinge - 1M Lösung KNO3
- Objektträger/Deckgläschen - 0,7M Lösung Ca(NO3)2 x 4H2O
- Pipette
- Filterpapier
- Mikroskop
Durchführung:
Zur Herstellung eines Flächenschnittes schneidet man mit einer Rasierklinge parallel zur
Oberfläche in möglichst gleichbleibender Tiefe durch das Gewebe der roten Unterseite
der Speicherblätter von Allium cepa. Der Schnitt darf nicht zu dick sein, da anhaftende
Reste des Mesophylls die Beobachtungen stören, aber auch nicht zu dünn, da sonst die
Epidermiszellen verletzt werden und der Zellsaft ausläuft. In diesem Falle erscheint der
Schnitt nicht mehr rot, sondern farblos. Das abgelöste Epidermisstück wird mit der
Schnittfläche nach unten auf einen Objektträger mit einem Tropfen Wasser übertragen
und mit einem Deckglas bedeckt. Zunächst wird in Wasser beobachtet. Dann saugt man
das jeweilige Plasmolytikum durch das Präparat und lässt die Lösung etwa 5-20 Minuten
einwirken. Zur Erzielung der Deplasmolyse wiederholt man diese Manipulation mit rei-
nem Wasser, bis das Plasmolytikum restlos entfernt ist. Die Ablösung des Protoplasten
erfolgt bei Anwendung beider Plasmolytika rasch und unregelmäßig, so dass in beiden
Fällen zunächst das Bild einer Konkavplasmolyse entsteht. In der Kaliumnitratlösung run-
det sich der Protoplast allmählich ab, so dass schließlich das Bild einer Konvexplasmolyse
entsteht. Die Ursache für das Eintreten der Konvex- bzw. Konkavplasmolyse ist die ver-
schiedenartige Wirkung der beiden Kationen auf den Quellungszustand des Plasmas. Die
entquellend wirkenden Calcium-Ionen verfestigen das Plasma, die Kalium-Ionen hingegen
verstärken den Quellungsgrad, und in dem Bestreben, die kleinstmögliche Oberfläche
einzunehmen, rundet sich der Protoplast ab.
Auswertung:
Dokumentieren Sie die verschiedenen Formen der Plasmolyse und diskutieren Sie die Ur-
sachen.
Versuchszeit: ca. 1h, Ergebnis sofort.
123. KURS: PHYSIKOCHEMIE DER ZELLE 06.11.2019
3.1 Diffusionsgeschwindigkeit von Elektrolyten
3.2 Quellungsdruck
3.3 Traube‘sche Zelle als Modell einer Pflanzenzelle
3.4 Modellversuch zur Osmose
3.5 Abhängigkeit der Quellung von pH-Wert und Salzkonzentration
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------
3.1 Diffusionsgeschwindigkeit von Elektrolyten
Allgemeines: In diesem Versuch sollen die Diffusionsgeschwindigkeiten verschiedener
Elektrolyte miteinander verglichen werden.
Literatur: Strasburger; Schopfer & Brennicke, Richter.
Materialien: Chemikalien:
- 250 ml Bechergläser - Agar
- Reagenzgläser (6 pro Gruppe) und
-ständer
- Pipetten 1ml
- Parafilm
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- keine - 0.1 M AgNO3-Lösung für den „Silberagar“: Der
„Lösungsmacher „stellt diesen vor dem Praktikum
her. Die Röhrchen müssen dunkel aufbewahrt
werden.
- 1 M Lösungen folgender Salze: LiCl,
NaCl, KCl, MgCl2, CaCl2, BaCl2
Durchführung:
In die mit Silbernitrat-Agar gefüllten 6 Reagenzgläser werden je 1 ml folgender 1 M Lö-
sungen überführt: LiCl, NaCl, KCl, MgCl2, CaCl2, BaCl2.
Die Position der Agaroberfläche wird (z.B. mit einem Edding-Stift) markiert. Die Röhrchen
werden mit Zellstoffstopfen (wenn verfügbar, besser Parafilm) verschlossen und im Dun-
keln (z.B. unter dem Abzug) aufgestellt.
Auswertung: Die Auswertung erfolgt nach 2 Tagen (8.11.) und nach 7 Tagen (13.11.). Die
Diffusionsstrecken werden dazu gemessen (Zeiten und Diffusionsstrecken protokollie-
ren!). Die Diffusionsgeschwindigkeit wird berechnet und anhand der Kationeneigenschaf-
ten eine Begründung für die Resultate gegeben.
Versuchszeit: ca. 10 min zum Ansetzen.
3.2 Quellungsdruck
Allgemeines: Die Quellung ist ein rein physikalischer Prozess, bei dem durch Flüssigkeits-
oder Dampfaufnahme eine Volumenvergrößerung des Quellkörpers erfolgt. Die Was-
seraufnahme (z.B. während der Samenkeimung) erfolgt bis zur Sättigung des Wasserpo-
tentials.
Literatur: Strasburger; Schopfer & Brennicke, Richter.
13Materialien: Chemikalien:
- Erbsensamen, Weizenkaryopsen - Gips
- Filterpapier
- Petrischalen
- Trichter
Geräte: Gipsbecher (Gummi), Spachtel Fertig angesetzte Lösungen: -
Durchführung:
Zwei Trichter werden mit Filterpapier ausgelegt und zur Hälfte mit Gipsbrei beschickt.
Bitte seien Sie zurückhaltend beim Anrühren, da der Brei schnell aushärten kann. Nach-
dem man die Oberfläche mit reichlich trockenen Erbsensamen bzw. Weizenkaryopsen
bestreut hat (die Ränder vermeiden), werden die Trichter mit Gipsbrei vollständig aufge-
füllt und angepresst. Nach dem Erstarren (trocknen) werden die Gipskegel heraus-
genommen und in eine Schale (Petrischale) mit genügend Wasser gestellt (am Ende des
Kurses). Der Druck der quellenden Samen bzw. Früchte zersprengt die Kegel.
Versuchsdauer: etwa 10 min.
Auswertung: Diskussion der Abhängigkeit des Quellungsgrades bzw. Quellungsdrucks vom
Proteingehalt des Quellkörpers. Die Auswertung muss nach etwa 2 Tagen erfolgen
(16.11.)!
3.3 Traubesche Zelle als Modell einer Pflanzenzelle
Allgemeines: In diesem Versuch ist die Ausbildung einer „TRAUBEschen Zelle“ zu beobach-
ten und zu diskutieren.
Materialien: Chemikalien:
- Erlenmeyerkolben (100 ml oder 250 ml) - Kaliumhexacyanoferrat(II), grobkristallin
Geräte: keine Fertig angesetzte Lösungen:
- Kupfersulfat (4 % m/v)
Durchführung:
Ein größeres Kristall Kaliumhexacyanoferrat (II): K4 [Fe(CN)6] wird einer 4 %igen CuSO4-
Lösung zugesetzt. Das osmotisch bedingte "Wachstum" der semipermeablen Nieder-
schlagsmembran ist etwa 30 Minuten zu verfolgen.
Eine Sonderaufgabe für eine interessierte Gruppe:
Vergleichen Sie den Reaktionsablauf des oben beschriebenen Versuches mit einer Art von
Umkehr. Stellen Sie eine 4 %-ige Lösung von Kaliumhexacyanoferrat (II) her und legen Sie
einen Kupfersulfat-Kristall in diese Lösung.
Versuchsdauer: 30 min
Auswertung: Kurze vergleichende Betrachtung des benutzten Modells mit der intakten
Pflanzenzelle und mit der Pfefferschen Zelle (Unterschiede und Gemeinsamkeiten).
143.4 Modellversuch zur Osmose
Allgemeines: Unter Osmose versteht man die Diffusion von Stoffen durch eine semiper-
meable Membran. Berechnen Sie vor Praktikumsbeginn die molare Konzentration der 3
Lösungen. Was ist ein Dalton?
Literatur: Strasburger; Schopfer & Brennicke, Richter.
Materialien: Chemikalien: -
- Klammern
- 100 ml-Becherglas
- 250 ml-Bechergläser (Plastik)
- 10 ml-Messzylinder
- Trichter
- Dialyseschläuche (am Vortag eingequollen),
je Gruppe 3 Stücke ca. 15 cm
Geräte: keine Fertig angesetzte Lösungen:
- 10 %ige Lösung Polyethylenglycol (m/v)
- Dextranblaulösung (3 mg/ 5 ml)
- 0,01 %ige Methylenblaulösung (m/v)
Durchführung:
a) 25 cm eines vorgequollenen Dialyseschlauchs werden mit 5 ml einer 10 %igen Lösung
von Polyethylenglycol (Molekulargewicht etwa 20 000 Dalton) gefüllt und so in ein 100
ml-Becherglas mit Reinstwasser getaucht, dass beide Enden am Becherrand befestigt
werden können. Messgröße ist das Volumen der Lösung im Dialyseschlauch, das nach 2 h
Dialysezeit ermittelt wird (10 ml-Standzylinder, Trichter).
b) In einen weiteren Dialyseschlauch werden 5 ml einer wässrigen Dextranblaulösung (3
mg/ 5 ml; Molekulargewicht etwa 2 000 000 Dalton) gefüllt und wie unter a) weiter ver-
fahren. Eine Verunreinigung der äußeren Schlauchoberfläche mit der Farbstofflösung ist
zu vermeiden. Beobachtungsgröße ist zusätzlich zum Volumen der Innenlösung die Farbe
der Außenlösung.
c) In einen weiteren Dialyseschlauch werden 5 ml einer 0,01 %igen Methylenblau -Lösung
(Molekulargewicht 291 Dalton) gefüllt. Ansonsten gelten die unter b) gegebenen Hinwei-
se.
Versuchsdauer: 30 min; Auswertung nach etwa 2 h.
Auswertung: Messung der Veränderungen der in den Dialyseschläuchen eingeschlossenen
Lösungen und Diskussion der Effekte. Zur Diskussion der Ergebnisse müssen Sie die mola-
ren Konzentrationen der osmotischen Substanzen berechnen. Wir stehen bei Problemen
gerne beratend zur Verfügung!
3.5 Abhängigkeit der Quellung von pH-Wert und Salzkonzentration
Literaturhinweis: (Überprüft am 17.09.2015)
www.herbstreith-fox.de/fileadmin/tmpl/pdf/broschueren/Naturprodukt_deutsch.pdf
Allgemeines: Quellkörper, wie z.B. Proteine, besitzen aufgrund ihrer chemischen Struktur
Partialladungen, die auf die Dissoziation von funktionellen Gruppen zurückgehen. Die Ge-
samtladung eines Quellkörpers wird dabei von den jeweiligen überwiegenden Partialla-
dungen bestimmt. Für die Quellung spielen intern einander kompensierende Partialla-
dungen keine Rolle; Hydrathüllen werden nur um überschüssige Ladungen gebildet. Das
Dissoziationsverhalten funktioneller Gruppen hängt in entscheidendem Maße vom pH-
15Wert des umgebenden Mediums ab. So können Proteine in Abhängigkeit vom pH-Wert
des Mediums in drei Ladungszuständen vorliegen:
Sauer: -NH3+, -COOH, Kation
Isoelektrischer Punkt: -NH3+, -COO-, Zwitterion
Basisch: -NH2, -COO-, Anion
Die Dissoziation der –COOH-Gruppen wird mit steigender Azidität der Lösung zurückge-
drängt, die Ausbildung der NH3+-Gruppen hingegen gefördert. Bei steigender Basizität
tritt der umgekehrte Vorgang ein. Zwischen den Extremzuständen liegt ein für jedes Pro-
tein charakteristischer, enger Bereich, in dem beide Gruppen gleichzeitig dissoziiert sind
und sich gegenseitig die Waage halten. Der pH-Wert, bei dem dieser Zustand erreicht wird
und das Molekül als elektroneutrales „Zwitterion“ vorliegt, wird als isoelektrischer Punkt
(IEP) des Proteins bezeichnet.
Da sowohl NH3+- als auch COO--Gruppen Wasserdipole anlagern können, quellen die Pro-
teine sowohl im sauren als auch im basischen Milieu, nur dann kann ein Protein aktiv sein.
Am isoelektrischen Punkt ist die Quellung eines Proteins am geringsten.
Gegenüber reinem Wasser fällt die Quellung in Elektrolytlösung stets schwächer aus; man
spricht von einer relativ (bezogen aus Aqua dest.) entquellenden Wirkung. In welchem
Umfang es durch Elektrolytlösungen zum Entquellen kommt, hängt von mehreren Fakto-
ren ab:
- von der Nettoladung des Quellkörpers
- von der Größe und Ladung der Ionen und deren Möglichkeit zum Eintritt in den
Quellkörper.
Werden Ionen durch eine semipermeable Membran von einem Eintritt in den Quellkörper
abgehalten, spricht man von einem indirekten Ioneneffekt. Hierbei kommt es zur Konkur-
renz zwischen Kolloid und den in der Außenlösung vorliegenden Ionen um hydratisieren-
des Wasser.
Bei Abwesenheit einer semipermeablen Membran können überschüssige Partialladungen
im Kolloid und Ionen mit entgegengesetzter Ladung direkt in Wechselwirkung treten. Man
spricht von einem direkten Ioneneffekt. Dabei verliert das Ion bzw. die Festladung einen
Teil der Hydrathülle. Der Verlust wird umso geringer ausfallen, je schwächer die elektri-
schen Wechselwirkungen sind.
Die Größe der Hydrathülle der in der Lösung befindlichen Ionen entscheidet, wie stark ein
Kolloid hydratisiert wird bzw. wie hoch die Konkurrenz um freies Wasser bei nicht per-
meierenden Ionen ausfällt. Die Größe der Hydrathülle wird durch die Ladungsdichte an
der Oberfläche des Ions bestimmt: Bei gleicher Wertigkeit hat ein kleineres Ion gegenüber
einem größeren stets eine höhere Ladungsdichte und damit eine größere Hydrathülle.
Die Proteine des Protoplasmas besitzen bei den in den Zellen vorliegenden pH-Werten
einen Überschuss an negativen Ladungen, deren Anzahl den Hydratationsgrad des Plas-
mas bestimmt. Kationen wirken entladend und damit entquellend. Besondere Bedeutung
für den Quellungszustand des Plasmas haben K+ und Ca2+. Wird ein adsorbiertes K+ gegen
Ca2+ ausgetauscht, nimmt die Quellung des Plasmas ab. Umgekehrt bewirkt ein Austausch
von K+ gegen Ca2+ eine Zunahme des Quellungszustandes, da Ca2+ aufgrund seiner größe-
ren Ladung stärker entquellend wirkt als K+ (K+/Ca2+-Antagonismus).
Voraussetzung für die Demonstration dieses Effektes ist die Verwendung von isotonischen
K- und Ca-Lösungen, daher wird in dem Versuch KNO3 als 1 M Lösung, Ca(NO3)2 aber nur
in einer Konzentration von 0,7 M angeboten. Begründen Sie diese Konzentrationen!
16Literatur: Schopfer/Brennike.
Diesen Versuch haben wir aus dem Pflanzenphysiologischen Praktikum an der Universität
Halle entnommen. Die ursprüngliche Idee soll aus der „Sendung mit der Maus“ stammen.
Materialien: Chemikalien: -
- Quellkörper aus Gelatine
- 100 ml-Erlenmeyerkolben
- Pipetten
- Pinzetten
- Zellstoff
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- pH-Meter (Der Versuchsbetreuer muss zuvor das 0,1 M Natriumacetat (2 L)
pH-Meter mit Eichpuffern eingestellt haben) 0,1 M Essigsäure (1 L)
- Waage 0,7 M Ca(NO3)2
1 M KNO3
Die Herstellung der Pufferlösungen sollte durch die
Studenten erfolgen.
Durchführung:
a) Abhängigkeit der Quellung vom pH-Wert
In Bechergläsern werden Lösungen von jeweils 50 ml verschiedener pH-Stufen unter Ver-
wendung von Acetatpuffern hergestellt. Dazu sind für jede pH-Stufe 0,1 M Essigsäure
und 0,1 M Natriumacetatlösung entsprechend den Angaben der nachstehenden Tabelle
zu mischen:
pH-Wert 0,1 M Essigsäure (ml) 0,1 M Na-Acetat (ml)
3,8 44,5 5,5
4,2 33,5 16,5
4,7 25,0 25,0
5,2 10,0 40,0
5,6 5,5 44,5
Mit Hilfe eines pH-Meters ist der aktuelle pH-Wert zu kontrollieren und gegebenenfalls
durch Zugabe von NaOH bzw. Essigsäure zu korrigieren.
Für jede pH-Stufe 5 Quellkörper abwiegen und in die Lösung geben. Nach 1 - 2 Stunden
die Quellkörper den Lösungen entnehmen, sorgfältig trocken tupfen und erneut wiegen.
Auswertung: Aus den Ausgangs- und Endgewichten ist die prozentuale Gewichtszunahme
der Quellkörper in jeder Lösung zu ermitteln. Stellen Sie die Ergebnisse tabellarisch und
grafisch dar. Der pH-Wert, bei dem die geringste Quellung erfolgt, gibt den isoelektrischen
Punkt an. Geben Sie eine Definition für diesen Begriff.
b) Wirkung von K+ und Ca2+ auf die Quellung
Je ein Becherglas mit 50 ml 1 M KNO3- bzw. 0.7 M Ca(NO3)2-Lösung bzw. Reinstwasser
füllen, dreimal 5 Quellkörper abwiegen und in die Lösungen geben. Nach 1 - 2 Stunden die
Quellkörper den Lösungen entnehmen, sorgfältig trocken tupfen und erneut wiegen.
Auswertung: Aus den Ausgangs- und Endgewichten ist die prozentuale Gewichtszunahme
der Quellkörper in jeder Lösung zu ermitteln. Um die Quellung in den Salzlösungen mit
der in Reinstwasser vergleichen zu können, wird die Quellung in Reinstwasser = 100 %
gesetzt und die Quellung in den Salzlösungen darauf bezogen.
Versuchsdauer: ca. 1 Stunde
Hinweis: Versuch 2 und auszugsweise Versuch 5 sind für Schülerversuche gut geeignet.
174. KURS: WACHSTUM UND ENTWICKLUNG 13.11.2019
4.1 Krümmung der Sproßachse und Bildung von Adventivwurzeln und Verhinderung des
Blattabfalls
4.2 Einfluss von Licht auf das Wachstum (Biostatistik)
4.3 Zwergmutanten der Erbse und ihre Normalisierung durch
Gibberellinsäure
4.4 Einfluss von Antibiotika auf Keimung und Wachstum
------------------------------------------------------------------------------------------------------
4.1 Bildung von Adventivwurzeln und Verhinderung des Blattabfalls
Allgemeines: In diesem Versuch wird die Wirkung des Phytohormons Indolylessigsäure
(IAA = Auxin) auf weitere physiologische Prozesse untersucht.
Literatur: Schopfer & Brennicke; Kutschera, Schopfer.
Materialien: Chemikalien:
3 Coleus-Topfpflanzen für jede Gruppe keine
Geräte: Fertig angesetzte „Lösungen“:
keine 1.Wuchsstoffpaste (IAA)
2.Wasserpaste (Kontrolle)
Zum Ansetzen löst man die erforderliche Menge IAA
in etwas 96 %igem Alkohol und verdünnt mit H 2O
(0,5 % IAA). 5 g Wollfett (Lanolin, wasserfrei) wird
dann mit 5 ml Lösung im Mörser so lange gerieben,
bis das Fett die Lösung aufgenommen hat. Für die
Wasserpaste wird statt Wuchsstofflösung Wasser
verwendet. Aufbewahrung im Kühlschrank.
Durchführung:
Der Wuchsstoff IAA wird wie unter Teil a und Teil b beschrieben als Paste appliziert.
a) Junge Internodien einer Coleus-Pflanze werden einseitig mit Wuchsstoffpaste bzw.
Wasserpaste bestrichen (d. h. 2 Pflanzen: IAA und Kontrolle).
Versuchzeit: etwa 10 min
Auswertung: Die beiden Pflanzen werden im Gewächshaus weiterkultiviert und nach 3
Wochen (04.12.) das Ergebnis protokolliert.
b)An einer weiteren Topfpflanze von Coleus werden die Blätter wie folgt behandelt:
- Abtrennung einer ganzen Blattspreite
- Abschneiden einer Blattspreite zu 4/5 (d.h. nur 1/5 bleibt stehen)
- Abschneiden einer ganzen Blattspreite und zusätzlich Auftragen der Wuchsstoff-
paste auf die Schnittfläche des Blattstieles.
- Ein Kontrollblatt gegenüber wird mit Wasserpaste bestrichen.
Versuchzeit: etwa 15 min
Auswertung: Die Pflanze wird im Gewächshaus weiter kultiviert, nach einer Woche
(20.11.) die Ergebnisse protokolliert.
184.2 Einfluss von Licht auf das Wachstum von Keimlingen
Allgemeines:
Mit diesem Versuch sollen Sie einen Zugang zur Lichtwirkung in der Keimlingsentwicklung
erhalten. Dieser Versuch ist nach Möglichkeit von allen Gruppen durchzuführen. Fragen
zur Vorbereitung: Was ist Skotomorphogenese, was ist Photomorphogenese? Welche
Photorezeptoren sind für die Photomorphogenese von Bedeutung?
Literatur: Schopfer: Experimentelle Pflanzenphysiologie. Band I; Band II; Kutschera.
Materialien: Chemikalien: keine
- etiolierte, grüne, und im Dunkelrot-Licht angezoge-
ne 4 Tage alte Keimpflanzen von Kresse
- 5 15 cm großes Millimeterpapier
- Pinzette
Geräte: keine Fertig angesetzte Lösungen: keine
Durchführung:
Jede Gruppe untersucht das Wachstum einer Schale grüner, etiolierter und im dunkelrot
Licht angezogener Keimlinge. Dazu werden 140 zufällig gewählte Keimlinge (man nimmt
sich dafür ein Quadrat der Schale vor und vermisst alles, was dort wächst) vorsichtig vom
Keimpapier abgenommen und auf 0,5 mm genau vermessen (z.B. 7,5 mm). Man hält da-
bei den Keimling mit einer Hand auf der Messplatte fest, greift die Kotyledonen mit einer
Pinzette und zieht den Hypokotylhaken gerade (ohne ihn abzubrechen).
Auswertung:
Die Messwerte werden untereinander in die Spalte einer Tabelle eingetragen (oder direkt
in Excel). Diese Messwerte müssen im Protokoll angegeben werden. Als erstes werden
Häufigkeiten der einzelnen Messwerte (z.B. 20 x, 6 x) über die Hypokotyllängen (z.B. 7,5
mm; 8,0 mm) grafisch dargestellt (als Punktdiagramm). Gleicht die Verteilung einer Nor-
malverteilung (Glockenkurve)?
Lassen Sie sich nun die Werte einer Gruppe geben, die eine andere Keimlingsart unter-
sucht hat. Geben Sie die Mittelwerte und die Standardabweichung der Mittelwerte an!
Finden Sie heraus, ob die Hypokotyllängen zwischen den zwei Keimlingsarten aus den
zwei Lichtbedingungen signifikant verschieden sind. Nutzen Sie hierfür den t-Test (mit
Excel)!
Zeichnen sie je drei Pflanzen aus jeder Lichtbedingung!
Beschreiben Sie, welchen Einfluss die verschiedenen Lichtbedingungen auf a) die Hypoko-
tyllänge, b) die Öffnung des Hypokotylhakens, c) die Farbe der Keimlinge haben! Begrün-
den Sie ihre Beobachtungen!
194.3 Zwergmutanten der Erbse und ihre Normalisierung durch Gibberellinsäure
Allgemeines:
In diesem Versuch wird eine Hauptwirkung des Phytohormons Gibberellin (Gibberellin-
säure, GA3) untersucht.
Literatur: Kutschera (beide Bücher), für echte Spezis: Taiz/ Zeiger
Materialien: Chemikalien:
Keimlinge von Pisum sativum "Zwerg-Markerbsen" keine
Sorte "Wunder von Kelvedon", 2 Wochen im Ge-
wächshaus vorkultiviert. Pro Gruppe 3 Töpfe mit
jeweils ca. 10 Pflanzen.
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
Standzylinder und Plastikbecher zum Herstellen der Wässrige Tween 20-Lösung (0.1 %) 200 ml,
GA3-Verdünnungen. GA3-Stammlösung (2 mM)
Sprüher für GA3-Lösung. Die GA3-Lösung ist im Kühlschrank aufzubewahren
und wird im Praktikum verdünnt.
Durchführung:
Zunächst müssen folgende Lösungen zur Behandlung der Pflanzen aus der Stammlösung
hergestellt werden:
a) 0.2 mM GA3, mit 0.1%iger Tween 20 für den Teil (i),
b) 0.2 mM GA3, ohne Tween 20 für die Teile (ii) und (iii).
Die vorkultivierten Erbsen werden am Praktikumstag
(i) mit ca. 10 ml GA3 Lösung besprüht,
(ii) Kontrolle mit 0,1% Tween sprühen
(iii) mit ca. 10 ml GA3 gegossen bzw.
(iv) nicht behandelt (Kontrolle), mit Wasser gießen.
Bei Materialmangel können verschiedene Gruppen Kontrollpflanzen gemeinsam verwen-
den.
Alle Töpfe sind im Gewächshaus aufzubewahren und hinreichend während der Woche zu
wässern.
Versuchzeit: etwa 20 min
Auswertung: erfolgt nach einer Woche (20.11.). Die Länge der Sprosse bis zur Apikalknos-
pe und die Anzahl der Internodien ist von allen 10 Pflanzen pro Topf zu bestimmen. Mit-
telwerte und Standardfehler (nicht Standardabweichung!) sind zu berechnen.
Hinweis: Pro Topf werden nach Möglichkeit 10 Pflanzen benötigt (Statistik). Entfernen Sie
bei Versuchsbeginn alle Pflanzen aus den Töpfen, die Sie nicht benötigen.
204.4 Einfluss von Antibiotika auf Keimung und Wachstum
Allgemeines: Chloramphenicol blockiert die prokaryotische Proteinbiosynthese, also in
Chloroplasten und Mitochondrien. Die Wirkung soll auf Keimung und Keimlingsentwick-
lung beobachtet werden.
Materialien: Chemikalien:-
- Kresse
- Handschuhe
- autoklaviertes Wasser
- Falcon Tubes
- 2 Petrischalen (Plastik) pro Gruppe
- Filterpapier (autoklavieren!)
- Parafilm
- Schere
- 10 ml-Standzylinder
Geräte:- Fertig angesetzte Lösungen:
- 0.025% (w/v) Chloramphenicol- Lösung,
200 ml
- Autoclaviertes Wasser
Durchführung:
Je 50 Kressesamen werden auf Filterpapier (2 Lagen) in Petrischalen mit 8 ml Wasser bzw.
8 ml einer Chloramphenicol-Lösung zur Keimung ausgelegt. Ober- und Unterseiten der
Petrischalen werden außen sparsam mit Parafilm verbunden.
Versuchszeit: ca. 30 min
Auswertung: Nach 7 Tagen (20.11.17) werden die Keimprozente und die durchschnittli-
chen Koleoptillängen ermittelt sowie der Durchbruch des Primärblattes durch die Koleop-
tile registriert.
215. KURS: MINERALSTOFFWECHSEL 20.11.2019
5.1 Mangelkulturen als Beispiel für Biotests
5.2 Nachweis von Nitrat
5.3 Nachweis von Eisen
5.4 4-Farbversuch (Wassertransport in der Pflanze)
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------
5.1 Mangelkulturen als Beispiel für Biotests
Allgemeines: Dieser Versuch hat eine über die mineralische Ernährung weit hinausge-
hende Bedeutung. Die Versuchpflanzen (Wasserlinsengewächse = Lemnaceae, besonders
Lemna minor) werden als Biotestsysteme zur Routineüberprüfung von Wasserqualität
eingesetzt (vgl. www.lemnatec.de (überprüft 31. 08. 2012) oder
http://www.mobot.org/jwcross/duckweed/duckweed-charms.htm (überprüft
17.09.2015)). Diese durch eine ISO-Vorschrift festgelegten Biotests sollten eigentlich un-
ter axenischen Bedingungen durchgeführt werden, was aber in diesem Praktikum nicht
möglich ist.
Der Versuch sollte von allen Gruppen durchgeführt werden.
Versuche dieser Art sind ausgezeichnet als Schülerversuche geeignet, auch zum Test gifti-
ger Substanzen aller Art oder von Haushaltschemikalien.
Literatur: Schopfer & Brennicke
Materialien: Chemikalien:
- Pipetten - Spiritus für den Brenner
- beschriftete Standzylinder
- beschriftete Plastikbecher (100 ml)
- Erlenmeyerkolben (100 ml), 3 Stück pro
Gruppe, sterilisiert!
- Wattestopfen
- Wasserlinsengewächse, z.B.
Spirodela polyrhiza oder eine
Lemna-Art (minor, gibba,
aequinoctialis)
- Glasstab
- Kanister für Reinstwasser (Vorrat)
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- pH-Messgerät Stammlösungen:
- Spiritus-Brenner - 100 mM KH2PO4
- Impfösen - 0.2 M Ca(NO3)2
- 1.6 M KNO3
- 0.2 M MgSO4
- 1 mM H3BO3; 2.6 mM MnCl2;
80 µM Na2MoO4
- 5 mM Fe(III)EDTA
- 1.6 M KCl
- 0.2 M CaCl2
- 1 M MgCl2
- 0.15 M NaH2PO4
- 1 M NaNO3
- 0.2 M Na2SO4
- 5 mM Na2EDTA
22Der Versuch stellt Grundanforderungen an Ihre Kenntnisse zu Stöchiometrie und Sta-
tistik (Fehlerrechnung, t-Test).
Durchführung:
Pipettier-Schema für das Vollmedium und Mangelvarianten (Angaben in ml; Gesamt-
volumen 500 ml):
Mangelmedien
Vollmedium Mangelmedien
NO3- PO43- SO42- K+ Mg2+ Fe3+ Ca2+
Nr. Stammlösungen
1 100 mM KH2PO4 2,5 2,5 - 2,5 - 2,5 2,5 2,5
2 0.2 M Ca(NO3)2 2,5 - 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5 -
3 1.6 M KNO3 2,5 - 2,5 2,5 - 2,5 2,5 2,5
4 0.2 M MgSO4 2,5 2,5 2,5 - 2,5 - 2,5 2,5
5 1 mM H3BO3; 2.6 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5
mM
MnCl2; 80 µM
Na2MoO4
6 5 mM Fe(III)EDTA 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5 2,5 - 2,5
Ersatzlösungen
7 1.6 M KCl - ? ? - - - - -
8 0.2 M CaCl2 - ? - - - - - -
9 1 M MgCl2 - - - 0,5 - - - -
10 0.15 M NaH2PO4 - - - - ? - - -
11 1 M NaNO3 - - - - ? - - ?
12 0.2 M Na2SO4 - - - - - ? - -
13 5 mM Na2EDTA - - - - - - ? -
In der obigen Tabelle finden Sie in den Spalten die notwendigen Volumina für die Herstel-
lung der acht verschiedenen Medien. Bitte legen Sie für jedes Medium zunächst ca. 450
ml Reinstwasser in einem Plastikzylinder vor und pipettieren Sie in der angegebenen Rei-
henfolge die 6 Lösungen, für welche Sie in der Tabelle Volumenangaben finden. Nach Zu-
gabe der Komponenten bitte mit einem Glasstab umrühren, am Schluss auf 500 ml mit
Reinstwasser auffüllen.
Zur Vorbereitung auf das Praktikum berechnen Sie bitte die „?“ in der Tabelle. Bitte geben
Sie im Protokoll an, was Sie für „?“ ausgerechnet haben. Dies soll Ihnen helfen Ihre
Kenntnisse in Stöchiometrie zu prüfen. Die Konzentrationen der Lösungen [1M = 1mol/l]
sind ihnen in der Tabelle angegeben und das Volumen, welches Sie an Stammlösung ein-
gesetzt hätten, beträgt immer 2,5ml.
Beispiel: Zur Herstellung eines Sulfat-Mangelmediums werden die Stammlösungen 1, 2, 3,
5 und 6 zu je 2,5ml pipettiert. Um die Stammlösung 4 (diese enthält Sulfat) zu ersetzen,
verwendet man die Ersatzlösung 9. In Lösung 4 und 9 sind Magnesium-Ionen enthalten.
Da nicht gleichzeitig auch auf Magnesiummangel getestet werden soll, sondern der allei-
nige Effekt von fehlendem Phosphat beobachtet werden soll, müssen die Magnesium-
Ionen in der gleichen Stoffmenge (Teilchenanzahl) zugeführt werden.
0.2 M MgSO4 soll durch 1 M MgCl2 ersetzt werden. Da die Stoffmenge an Magnesium in
der Stammlösung 4 genau so groß wie in der Ersatzlösung 9 sein soll, gilt n (Stammlösung
4) = n (Ersatzlösung 9). Damit lässt sich aufgrund n = c*V folgende Rechnung für das benö-
tige Volumen der Lösung 9 aufstellen:
23=
Jede Gruppe sollte eine Mangelvariante plus die Kontrolle ansetzen. Hier ist eine Hilfe für
Sie zur Aufteilung auf die Gruppen:
Gruppe Vollmedium -N -P -S -K -Mg -Fe -Ca
1 X X
2 X X
3 X X
4 X X
5 X X
6 X X
7 X X
8 X
9 X
10 X
Überführen Sie von jedem Ansatz 3 x 75 ml in 100 ml Erlenmeyerkolben. Der zweite Teil
der Nährlösung kann von einer anderen Gruppe verwendet werden.
Am gleichen Tag wird noch jeweils ein Triplett von Spirodela polyrhiza (oder eine andere
Wasserlinse) eingeimpft. Da wir nicht axenisch arbeiten, kann dies im Praktikumsraum
ohne Sicherheitswerkbank erfolgen. Die Pflanzen werden (im Hörsaalvorbereitungsraum
oder im Gewächshaus) 3 Wochen kultiviert.
Zum Ansetzen des Versuches: Nach dem Überimpfen wird die Anzahl der Sprosse be-
stimmt, da es meist nur schwer möglich ist, genau ein Triplett einzuimpfen (Übrigens: Was
sind Turionen?). Ausgangs-pH-Wert in einem der Kolben messen (pH-Elektrode).
Kolonie von Lemna minor, bestehend
aus Mutterspross (M) und zwei Toch-
tersprossen (D1 und D2).
Versuchszeit: 1.0 – 1.5 Stunden
Zur Auswertung während des Praktikums: Bitte beobachten Sie die Entwicklung Ihrer
Pflanzen. Die Sprosszahl ist wöchentlich (05.12.; 12.12.; 19.12.) zu bestimmen – solange
die Zahl nicht soweit ansteigt, dass eine Bestimmung ohne Öffnen des Kolbens nicht mehr
möglich ist (in einigen Varianten vielleicht nach 3 Wochen?). Bitte diskutieren Sie mit dem
Versuchsbetreuer bevor Sie eine Messung entfallen lassen.
Zur Auswertung nach 3 Wochen: Es sind erneut der pH-Wert, letztmalig die Sprosszahl pro
Kolben (genau!), sowie zum Abschluss das Frischgewicht zu messen. Zum Zählen ist es
vermutlich günstig, den Kolbeninhalt in eine Glasschale zu schütten. Sollten sich Turionen
gebildet haben, so ist die Zahl zu bestimmen. Ebenfalls soll eine Bonitierung (lat. Bonitas
= gute Beschaffenheit, Güte) stattfinden, wobei besonders der Chlorophyllgehalt und der
Anthozyangehalt einzuschätzen sind.
24Zur schriftlichen Auswertung: Alle numerischen Daten sowie die Bonitierungsergebnisse
sind anzugeben (Originaldaten). Mittelwerte und Fehler (mittlerer Fehler des Mittelwer-
tes) sind zu berechnen. Aus den Sprosszahlen (Z1, Z2) über die Zeit (t1, t2) werden die
Wachstumsraten (WR) und die Verdoppelungszeit (Td) nach folgenden Formeln berech-
net:
WR = (lnZ2 – lnZ1)/(t2 - t1)
Td = ln2/WR (Dimension Tage, falls t1 und t2 in Tagen verwendet wurden).
Mittels t-Test ist zu entscheiden, ob die Wachstumsraten oder die Verdoppelungszeiten
der Mangelvarianten signifikant von den Kontrollen verschieden sind. Bitte verwenden Sie
dazu nicht die Sprosszahlen. Warum sind diese nicht akzeptabel?
Hinweis: Die Betreuer des Versuches sollten am Schluß die Zusammenfassung der Daten
aller Gruppen organisieren, damit eine Übersicht erhalten wird.
5.2 Nachweis von Nitrat
Allgemeines: In diesem Versuch soll der Nitratgehalt im Pflanzensaft nachgewiesen
werden.
Literatur: Schopfer/Brennicke
Materialien: Chemikalien:
- Objektträger -
- Tropfpipette
- Zea mays, auf Vermiculit angezogen (des-
halb N-Mangel) und auf Boden angezogen.
Brennnesseln, Hirtentäschelkraut.
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Stereomikroskop Diphenylamin-Schwefelsäure
Durchführung:
a. Von basalen Stengelteilen einer Ruderalpflanze (z. B. Urtica dioica, auch andere
Pflanzen sind verwendbar: Capsella bursa-pastoris, Lamium album, Chenopodium
bonus-henricus bzw. Ch. album, Solanum nigrum) fertigt man einen Querschnitt
an, legt ihn auf einen Objektträger und betropft ihn mit Diphenylamin-
Schwefelsäure. Beobachtung mit einem Auflichtmikroskop: Blaufärbung der Ge-
webe gilt als NO3--Nachweis. Als Kontrolle dient Pflanzenmaterial mit geringem
NO3--Gehalt (Zea mays vergleichsweise auf Vermiculit und Boden angezogen).
Versuchszeit: ca. 15 min
b. Von einer Ruderalpflanze (s.o.) wird etwas Pflanzensaft auf einen Objektträger ge-
geben und mit 2 Tropfen Diphenylamin-Schwefelsäure versetzt. Bei Anwesenheit
von Nitrat entsteht eine tiefblaue bis violette Färbung.
Versuchszeit: ca. 15 min
Auswertung: Bedeutung des Stickstoffs für die Pflanze (aber bitte nicht ins Protokoll).
Hinweis: Herstellung von Diphenylamin-Schwefelsäure durch die studentische Hilfskraft:
0.2 g Diphenylamin in 4 ml Reinstwasser suspendieren und darauf vorsichtig 20 ml kon-
zentrierte Schwefelsäure geben!! Starke Säure!!
255.3 Nachweis von Eisen
Allgemeines: Ziel des Versuchs ist der Nachweis von Eisen im Prokambium des Senfemb-
ryos. Siehe auch Hinweise auf Seite 64.
Literatur: Schopfer & Brennicke
Materialien: Chemikalien:
- Senfsamen (24 Stunden in 1%iger ------
K4[Fe(CN)6] vorgequollen) Versuchsbetreuer!
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Stereomikroskop - 1% K4[Fe(CN)6]
- Präparationsbesteck, von den Studenten mitzu- - 5% Salzsäure
bringen (Pinzette, Skalpell, Messer)
Durchführung:
Die Samenschale wird entfernt und der Embryo mit 5%iger Salzsäure versetzt. Unter dem
Mikroskop beobachtet man die Blaufärbung der Prokambiumstränge (Berliner Blau-
Reaktion).
Versuchszeit: ca. 20 min
Auswertung: Skizze.
5.4 4-Farbversuch (Wassertransport in der Pflanze)
Allgemeines: Die Transportgewebe bilden ein komplexes, dreidimensionales Netzwerk,
das den Spross durchzieht: die Stele. Der Bau der Stele variiert bei verschiedenen Pflan-
zenfamilien. Zur Anbindung der Blätter an die Knoten (Nodi) der Sprossachse münden
Leitbündel in die Blattstiele ein, die als Blattspuren bezeichnet werden.
Materialien: Chemikalien:
Vicia faba Pflanzen -verschiedene Farblösungen
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
- Flaches Wasserbecken
- Küvetten
Durchführung: Füllen Sie die verschiedenen Farblösungen in die vorgesehenen Küvetten.
Ein Vicia-Spross wird abgeschnitten, sofort in Wasser gelegt und nochmals unter Wasser
geschnitten um zu verhindern, dass Luft in die Gefäße eindringt. Der vierkantige Spross
wird dann kreuzweise von den Seiten her ca. 3cm eingeschnitten. Danach werden die 4
Sprossteile etwas nach außen gebogen, in je eine der Farblösungen gestellt und senkrecht
an der Halterung befestigt. Wir verfolgen die Wanderung der Farblösungen in den ver-
schiedenen Sprossteilen und Blättern.
Versuchszeit: ca. 1-2 h
Auswertung: Beobachten und dokumentieren Sie die Wanderung und Verteilung der
Farbstoffe in Sprossachse und Blätter. Interpretieren Sie die Verteilung der Farbstoffe in
Sprossachse und Blättern und versuchen Sie Rückschlüsse auf den Bau der Stele und den
Anschluss der Blattspuren bei Vicia faba zu ziehen.
266. KURS: KEIMUNG 27.11.2019
6.1 Einfluss von Abscisinsäure (ABA) auf die Samenkeimung
6.2 Keimfähigkeitsprüfung (Schnelltest)
6.3 Phytochrom-Einfluss auf die Keimung – ein klassischer Modellversuch
6.4 Einfluss des Umweltfaktors Wasser auf die Entwicklung von
Keimpflanzen
6.5 Einfluss endogener Abscisinsäure auf Keimung
6.6 Etiolement
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------
6.1 Einfluss von Abscisinsäure (ABA) auf die Samenkeimung
Allgemeines: Ziel des Versuchs ist es, das Keimverhalten von Samen in Abhängigkeit von
verschiedenen Abscisinsäure-Konzentrationen zu ermitteln.
Literatur: Schopfer/Brennicke
Materialien: Chemikalien:
- Kresse Samen ------
- Petrischalen autoklaviert
- Rundfilterpapier autoklaviert
- 10 ml-Standzylinder (4 Stück)
- Tomatensaft
Geräte: Fertig angesetzte Lösungen:
------ - Lösungen von ABA: 10-3 M, 10-4 M 10-5 M,
10-6 M, 10-7 M, jeweils 100 ml
-Pufferlösung (MES) mit Tomatensaft pH
Durchführung:
Die Petrischalen werden mit 3 Lagen Filterpapier belegt und jeweils mit 25 Samen be-
schickt. 5 ml der verschiedenen ABA-Lösungen, Tomatensaft bzw. Pufferlösung/Wasser
(Kontrollen) werden vorsichtig eingefüllt, sodass die Samen nicht weggespült werden. Die
Petrischalen werden mit einem Oberteil verschlossen und im Gewächshaus aufgestellt.
Zum Verschließen sollte Parafilm verwendet werden.
Versuchszeit: ca. 30 min
Auswertung: Die Auswertung erfolgt nach 7 Tagen (04.12.). Tragen Sie die Anzahl gekeim-
ter und ungekeimter Samen in die unten stehende Tabelle ein. Die Keimprozente sind zu
bestimmen und gegen die Konzentration von ABA halb-logarithmisch aufzutragen Das
bedeutet: x-Achse log-Darstellung, y-Achse lineare Darstellung.
H2O Tomatensaft Puffer ABA ABA ABA ABA ABA
Tomaten 10-3 10-4 10-5 10-6 10-7
saft
Kresse
Informieren Sie sich über die Wirkung von ABA (aber bitte nicht ins Protokoll schreiben).
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